基于微流控卷绳效应的仿生螺旋导管及其在微血管与细支气管中的应用

刘睿 ,  郭佳慧 ,  孔彬 ,  余筠茹 ,  赵远锦 ,  孙凌云

工程（英文） ›› 2024, Vol. 41 ›› Issue (10) : 179 -185.

PDF (12135KB)
工程（英文） ›› 2024, Vol. 41 ›› Issue (10) : 179 -185. DOI: 10.1016/j.eng.2022.09.018
研究论文

基于微流控卷绳效应的仿生螺旋导管及其在微血管与细支气管中的应用

作者信息 +

Bio-Inspired Screwed Conduits from the Microfluidic Rope-Coiling Effect for Microvessels and Bronchioles

Author information +
文章历史 +
PDF (12425K)

摘要

近年来，管状微纤维在组织工程领域的应用引起了广泛关注。然而，如何制备具有复杂层级结构的管状纤维仍是一项重大挑战。本文提出了一种新型微流控纺丝技术，可一步成型制备仿生螺旋结构的导管（BSC）。该技术基于微流控卷绳效应，首先将黏性水凝胶前体在通道中弯曲成螺旋流，连续堆积形成带有螺旋纹路的中空结构，并随后通过离子和共价交联作用，固化成螺旋导管（SC）。通过精准调控流体流速和多重微流控装置设计，我们成功制备出各种不同结构的仿生导管。灌注性和渗透性测试的结果表明，这些螺旋导管具有良好的流体传输性能。在培养人脐静脉内皮细胞（HUVEC）、人肺泡上皮细胞（HPA）和成肌细胞（C2C12）的实验中，这些导管不仅能有效封装细胞，还能诱导功能性生物结构的形成。这些特性表明，仿生螺旋导管作为仿生血管和细支气管组织的生物材料，在与组织微结构结合方面具有独特优势，在生物医学工程领域展现出广阔的应用前景。

Abstract

Tubular microfibers have recently attracted extensive interest for applications in tissue engineering. However, the fabrication of tubular fibers with intricate hierarchical structures remains a major challenge. Here, we present a novel one-step microfluidic spinning method to generate bio-inspired screwed conduits (BSCs). Based on the microfluidic rope-coiling effect, a viscous hydrogel precursor is first curved into a helix stream in the channel, and then consecutively packed as a hollow structured stream and gelated into a screwed conduit (SC) via ionic and covalent crosslinking. By taking advantage of the excellent fluid-controlling ability of microfluidics, various tubes with diverse structures are fabricated via simple control over fluid velocities and multiple microfluidic device designs. The perfusability and permeability results, as well as the encapsulation and culture of human umbilical vein endothelial cells (HUVECs), human pulmonary alveolar epithelial cells (HPAs), and myogenic cells (C2C12), demonstrate that these SCs have good perfusability and permeability and the ability to induce the formation of functional biostructures. These features support the uniqueness and potential applications of these BSCs as biomimetic blood vessels and bronchiole tissues in combination with tissue microstructures, with likely application possibilities in biomedical engineering.

关键词

仿生 / 微流控 / 微纤维 / 组织工程 / 细支气管 / 血管

Key words

Bio-inspired / Microfluidics / Microfiber / Tissue engineering / Bronchiole / Vessel

引用本文

引用格式 ▾
刘睿,郭佳慧,孔彬,余筠茹,赵远锦,孙凌云. 基于微流控卷绳效应的仿生螺旋导管及其在微血管与细支气管中的应用[J]. 工程（英文）, 2024, 41(10): 179-185 DOI:10.1016/j.eng.2022.09.018

登录浏览全文

4963

注册一个新账户 忘记密码

1 引言

管状系统在体内扮演着关键角色，参与各器官的生理和病理过程；而在体外，它们则与工程化组织的存活能力息息相关[1‒2]。从微管相关蛋白到循环呼吸系统成分，管状系统在氧气和营养物质输送以及代谢废物清除过程中发挥关键作用[3‒4]。大量研究表明，工程化组织中的可灌注管状结构能够显著促进宿主血管的功能增强和（或）内生性生长[5‒7]。为了实现此类管状系统的构建，微成型[8‒9]、三维（3D）打印[9‒11]和静电纺丝[12]等多种技术应运而生，为医学应用提供了重要解决方案[13‒16]。尽管已经取得诸多成果，然而，现有技术多局限于制备结构简单、管壁光滑的管状结构，难以复现天然管状组织复杂的解剖学特征，从而制约了仿生组织工程的发展。因此，亟须开发能构建具有复杂仿生结构和生物学特性的异质化管状系统的新方法。

本文提出一种新型微流控螺旋纺丝策略（图1），可一步法连续制备具有仿生螺旋结构的导管。微流控技术作为革命性的微流控制备平台，能够构建多种形态的微米或纳米级结构[17‒21]。由于其反应条件温和，且可供选择的生物材料种类繁多，近年来在制备不同形态和尺寸的微纤维领域备受关注[22‒23]。特别是，基于特定微流控平台，目前已成功制备出具有理想均匀性且几何形状可调节的微纤维，包括中空纤维[24‒25]、带槽纤维[26‒27]、扁平纤维[28]乃至螺旋纤维[29‒30]。更重要的是，通过简单调控微流控操作参数，如化学成分和流速，能够获得具有复杂形态和可调控组分的连续时空编码纤维[31‒37]。然而，利用微流控技术制备具有螺旋表面的导管仍存在挑战，且螺旋导管（SC）在生物医学领域的潜在价值尚未得到充分探索。

本研究采用简单同轴微流控装置，基于微流控卷绳效应实现了仿生螺旋导管（BSC）的规模化制备，以构建微血管和细支气管。该微流控装置的内相由紫外线（UV）/离子双重交联前体构成，外相与收集基底分别为化学惰性水溶液和钙离子溶液。当内/外相流速比增加时，前体流在微通道内受卷绳效应影响，先形成螺旋结构，进而紧密堆积成管状结构。通过前体的快速交联反应，最终可连续制备具有规则螺旋结构的SC。借助微流控可设计的注射通道，我们成功构建了具有多种结构（如双面型、三组分型、核壳结构甚至多层结构）的仿生螺旋导管。灌注实验与渗透动力学研究表明，螺旋水凝胶导管对多种生物分子均表现出良好的灌注性和渗透性。这一优势结合仿生螺旋导管的特殊形态，可支持人脐静脉内皮细胞（HUVEC）、人肺泡上皮细胞（HPA）和成肌细胞（MC）在其表面形成功能性生理结构。研究结果表明，该水凝胶仿生螺旋导管有望作为模板，在组织工程和再生医学领域中用于构建人工细支气管和微血管。

2 结果和讨论

在前期研究[33]中，我们采用经典的连续流微流控装置[附录A图S1（a）]成功制备了具有特定空间组分特征的海藻酸盐纤维，包括直纤维、珠状纤维及螺旋纤维等结构。本研究将高黏度海藻酸钠（Na-Alg）与聚乙二醇二丙烯酸酯（PEGDA）前体混合作为内相，沿方形管道同轴方向泵入毛细管。为维持内相流体结构并防止海藻酸盐扩散，采用聚乙二醇（PEG）溶液作为低黏度外相。当流速达到临界值时，微通道内的高黏性射流在卷绳效应作用下首先弯曲成螺旋形态；随着流体持续阻力作用，前体形成的螺旋流在通道内紧密堆积为管状结构[图2（a）]。当堆积的螺旋流沿收集通道形成导管时，我们在水凝胶导管进入收集基底前，通过紫外线辐照使其组分之一（聚乙二醇二丙烯酸酯）迅速发生“半交联”固化。随后，收集基底的钙离子扩散至半交联螺旋纤维中，促使前体完全凝胶化，从而在收集容器中连续生成仿生螺旋导管[图2（b）；附录A图S1]。所得导管表面呈现规则螺旋纹路，且导管质地柔软，管壁均匀[图2（c）；附录A图S1（b）]。扫描电子显微镜图像可观察到均匀褶皱以及中空截面结构[图2（c-iii）；图S1（c）]。仿生螺旋导管的灌注性和渗透性亦通过实验验证（附录A图S2、图S3）。值得注意的是，内相射流的速度组合与黏度显著影响微流控制备过程，不同流速组合与前体浓度可形成结构各异的仿生螺旋导管[图2（d）、（e）；附录A图S1（c）、图S4和图S5]。

本研究利用微流控技术的高度灵活性与可调性，成功构建了具有异质微纤维模块的多组分螺旋导管（图3）。为实现多组分螺旋水凝胶导管的精准制备，我们采用锥形双腔毛细管作为注射通道，并将其同轴插入收集毛细管中。如图3（a-i）所示，两种含有不同荧光聚苯乙烯纳米颗粒（分别代表不同组分）的预凝胶溶液被同步泵入注射通道。由于微通道的微米级尺寸效应及高表面张力作用，流体在通道内以层流形式流动，在微纤维运动过程中，不同流体界面之间很少发生扩散。因此，所生成的微纤维模块能够精确保持与注入流相同的异质结构与组分分布。研究发现，多组分射流与单组分射流类似，同样会形成螺旋卷曲序列[19]。因此，系统首先形成具有双面结构的螺旋流，进而制备出具有交替双面组分分布的螺旋导管[图3（b-i）]。

通过共聚焦激光扫描显微镜（CLSM）对水凝胶导管纵切面观察[图3（c-i）]显示，导管呈现结构稳定的管状结构，且内部流道紧密堆积。模块化微纤维内部两相组分间可见明显分界，表明在导管制备过程中组分间几乎没有发生质量扩散。将双腔注射毛细管替换为三腔结构，成功制备具有多种化学成分的三组分螺旋水凝胶导管[图3（b-ii）和（c-ii）]。由此制备出多组分沟槽微管，为多功能封装载体的构建奠定基础[附录A图S6和图S7（a）]。

通过简单改进微流控装置的多级注射通道[图3（a-iii）和（a-iv）]，我们成功实现了从单层级沟槽管状微纤维到多层微结构导管的制备突破。含绿色荧光颗粒的海藻酸钠溶液为核心流，含红色荧光颗粒的海藻酸钠溶液为中间流，聚乙二醇溶液为鞘层流，多相流体按预设流型同步注入相应通道[图3（a-iii）]。首先形成同轴流，核心流与中间流接触后，在方形通道内堆积成沟槽导管结构。通过收集基底中钙离子（Ca2+）的快速扩散促进管状微纤维凝胶化，最终在收集通道内呈螺旋状堆积，形成双层螺旋结构导管[图3（b-iii）和（c-iii）]。双层模块化导管具有完美的螺旋沟槽，与之前制备的简单导管或异质导管类似。采用三毛细管同轴组装作为分层注射通道，实现三层各向同性仿生螺旋导管的制备[图3（a-iv）]。经过流体运动与交联反应后可获得三层结构导管[图3（b-iv）和（c-iv）]。然而，由于瞬时流速与不同位置流体的凝胶化速率难以完全匹配，导致微流控通道内形成的各层状结构的厚度略有不同。因此，制备具有均匀且规则外壳的分层导管结构仍比较复杂[附录A图S7（b）和图S8]。

这种多组分微结构导管能够在微米尺度上实现对化学性质和形态特性的双重精准调控。通过微米尺度差异化材料封装技术，可为材料赋予一系列新型功能特性，该机制与自然界利用现有材料空间排布产生新功能的策略高度契合。本研究提出的空间调制制备方法具有显著的普适性，可拓展应用于多种功能导管的制备，其特殊的结构特性使其在组织工程仿生构建和药物控释递送等领域展现出广阔的应用前景。

为验证仿生螺旋导管在组织工程管状组织构建中的应用潜力，本研究基于仿生螺旋导管构建了仿生血管和细支气管组织。首先采用具有细胞相容性的生物活性水凝胶[甲基丙烯酰基明胶（GeIMA）]替代紫外线固化组分聚乙二醇，将其与海藻酸钠溶液复合制备支架材料。与单一海藻酸钠相比，海藻酸钠-甲基丙烯酰基明胶复合水凝胶支架能显著改善细胞黏附和生长性能。选用人脐静脉内皮细胞作为仿生微血管的典型种子细胞进行构建，具体制备流程如图4（a）所示。当人脐静脉内皮细胞泵入仿生螺旋导管支架后，两者形成复合体（附录A图S9），其中仿生螺旋导管支架为人脐静脉内皮细胞的生长提供了三维微环境，内皮细胞（EC）均匀分布在支架内部（附录A图S10）。经过数日培养后，人脐静脉内皮细胞在仿生螺旋导管支架中呈现增殖态势[图4（b）；附录A图S10和图S11]。诱导形成连续单层细胞是评估仿生血管支架的关键指标，因此本文通过免疫荧光技术对细胞层形成过程进行了系统研究（附录A图S12）。共聚焦激光扫描显微镜观察显示，培养7天后，最初均匀分散的内皮细胞向水凝胶导管内表面迁移聚集，最终在导管内壁形成均匀的细胞层，其管腔结构可通过截面观察清晰辨识[图4（c）]。F-肌动蛋白染色结果表明，内皮细胞在仿生螺旋导管支架中形成了完整单细胞层。此外，通过分化簇31（CD31）免疫荧光染色证实血管人脐静脉内皮细胞间存在紧密连接[图4（d）；附录A图S13]，CD31的分散表达表明人脐静脉内皮细胞在仿生螺旋导管中形成了均质细胞层结构。

仿生细支气管的构建方法与上述仿生血管类似，如图4（e）所示，将人肺泡上皮细胞悬液灌注至仿生螺旋导管内。培养7天后，人肺泡上皮细胞在仿生螺旋导管中增殖并形成具有管腔结构的管状组织[图4（f）和（g）]。与仿生血管构建相似，诱导形成连续单层细胞是评估仿生细支气管的关键指标，因此同样采用免疫荧光技术对细胞层形成过程进行研究。F-肌动蛋白染色显示人肺泡上皮细胞在仿生螺旋导管内壁形成了完整的单细胞层，证实仿生螺旋导管支架具有促进人肺泡上皮细胞增殖和上皮化的能力。进一步通过E-钙黏蛋白免疫荧光染色验证了肺上皮细胞间存在紧密连接[图4（h）；附录A图S14]。E-钙黏蛋白的均匀分散表达表明，人肺泡上皮细胞在仿生螺旋导管支架中形成了均质细胞层。实验结果表明，仿生螺旋导管支架不仅为人肺泡上皮细胞增殖分化提供了结构支持，同时创造了适于人肺泡上皮细胞黏附、生长及上皮化的三维环境。本研究由此建立了一种新型体外模型，可用于探索血管与细支气管在结构、灌注性和渗透性变化下的功能演变，为体外生物学研究提供了创新平台。

本文进一步探索了具有特殊结构和形态的仿生螺旋导管在诱导细胞分化方面的潜力。通过将成肌细胞封装于导管内部，我们验证了仿生螺旋导管作为新型支架诱导成肌细胞分化为螺旋肌束的可能性。如图5（a）所示，采用同轴装置制备细胞负载型仿生螺旋导管支架，悬浮于纤维蛋白原溶液中红色荧光标记的C2C12细胞用作细胞流，经封装于仿生螺旋导管核心部位后随纤维螺旋卷曲（附录A图S15）。经培养箱培养数日后，成功在导管内形成嵌入式螺旋肌束。共聚焦激光扫描显微镜图像显示，得益于仿生螺旋导管的特殊结构，所得肌束具有稳定的螺距且细胞紧密连接[图5（b）]。F-肌动蛋白染色结果表明成肌细胞已分化为肌管，证实仿生螺旋导管的空间结构能够有效诱导C2C12细胞的分化和增殖[图5（c）]。实验结果表明，通过原位细胞封装技术结合仿生螺旋导管独特的结构形态，不仅能实现成肌细胞有效封装，还可促进其增殖和分化。这些特性表明仿生螺旋导管在重建环绕管状肌组织方面具有潜在的应用价值。

本文还考察了仿生螺旋导管特殊表面形态对细胞分化的调控作用。与上述血管构建方案不同，模拟结构性血管需要同时具有两个基本因素：一是在支架内部构建血管内皮组织，二是在支架外部实现成肌细胞的环向有序排列。实验选用HUVEC和C2C12细胞分别作为典型内皮细胞和成肌细胞的研究模型。如图5（d）所示，首先将生长速率较慢的成肌细胞接种于仿生螺旋导管外表面，待成肌细胞密度达到80%后，再将人脐静脉内皮细胞接种于仿生螺旋导管内表面构建复合体[图5（e）和附录A图S16]。共聚焦激光扫描显微镜图像显示，人脐静脉内皮细胞在仿生螺旋导管内通道表面形成致密的单细胞层，而截面图像证实成肌细胞在导管外壁呈现环向有序排列特征[图5（f）和（g）；附录A图S17]。

随后，本文还检测了成肌细胞在管状微纤维中的取向，测定了细胞长轴方向与导管沟槽环向的夹角[图5（h）]。通常，测量角度范围为0°~90°，并每隔10°进行计数，发现超过60%的成肌细胞在支架内的取向偏差角小于30°。此外，内皮细胞和成肌细胞分别分布于仿生螺旋导管的内外表面，这种空间排布方式与天然血管的内膜-中膜结构高度相似。仿生螺旋导管所具有的这种特性使其成为构建仿生血管组织的理想工具，既能实现成肌细胞的环向有序排列，又可形成完整的内皮单细胞层，从而精准模拟体内真实血管的结构特征。此外，细胞负载型微纤维在器官芯片和组织工程领域展现出显著的应用潜力。因此，所设计的螺旋水凝胶导管在血管芯片和细支气管芯片等生物医学应用中具有显著的可行性。

3 结论

本研究创新性地开发了一种基于同轴微流控装置的仿生螺旋导管连续纺丝技术。通过精确调控流体流速与相流浓度等参数，实现了对导管螺旋沟槽长度、直径和螺距等结构特征的精准控制。借助微流控装置核心流相组分的优化设计，成功制备出具有双面结构、三组分结构及核壳结构的新型沟槽导管。此外，流体灌注研究与渗透动力学研究表明，此类螺旋水凝胶导管对多种生物分子均表现出良好的灌注性和渗透性。得益于独特的形态特征、卓越的灌注能力和良好的渗透性，该螺旋导管在模拟血管和细支气管方面展现出显著优势。实验结果表明，这种沟槽式水凝胶导管在组织工程领域具有广泛适用性。基于微流卷绳效应开发的仿生螺旋导管技术，有望在多个领域获得创新性应用。

参考文献

原文顺序 | 出版日期 | 本文引用
[1]

Liu M, Wang S, Jiang L. Nature-inspired superwettability systems. Nat Rev Mater 2017;2(7):17036. . 10.1038/natrevmats.2017.36
[2]

Li C, Dai H, Gao C, Wang T, Dong Z, Jiang L. Bioinspired inner microstructured tube controlled capillary rise. Proc Natl Acad Sci USA 2019;116(26):12704‒9. . 10.1073/pnas.1821493116
[3]

Lovett M, Lee K, Edwards A, Kaplan DL. Vascularization strategies for tissue engineering. Tissue Eng Part B 2009;15(3):353‒70. . 10.1089/ten.teb.2009.0085
[4]

Grigoryan B, Paulsen SJ, Corbett DC, Sazer DW, Fortin CL, Zaita AJ, et al. Multivascular networks and functional intravascular topologies within biocompatible hydrogels. Science 2019;364(6439):458‒64. . 10.1126/science.aav9750
[5]

Kinstlinger IS, Saxton SH, Calderon GA, Ruiz KV, Yalacki DR, Deme PR, et al. Generation of model tissues with dendritic vascular networks via sacrificial laser-sintered carbohydrate templates. Nat Biomed Eng 2020;4(9):916‒32. . 10.1038/s41551-020-0566-1
[6]

Polacheck WJ, Kutys ML, Yang J, Eyckmans J, Wu Y, Vasavada H, et al. A noncanonical Notch complex regulates adherens junctions and vascular barrier function. Nature 2017;552(7684):258‒62. . 10.1038/nature24998
[7]

Niklason LE, Lawson JH. Bioengineered human blood vessels. Science 2020;370(6513):eaaw8682. . 10.1126/science.aaw8682
[8]

Jin Q, Bhatta A, Pagaduan JV, Chen X, West-Foyle H, Liu J, et al. Biomimetic human small muscular pulmonary arteries. Sci Adv 2020;6(13):eaaz2598. . 10.1126/sciadv.aaz2598
[9]

Kong B, Sun L, Liu R, Chen Y, Shang Y, Tan H, et al. Recombinant human collagen hydrogels with hierarchically ordered microstructures for corneal stroma regeneration. Chem Eng J 2022;428:131012. . 10.1016/j.cej.2021.131012
[10]

Wang X, Yu Y, Yang C, Shao C, Shi K, Shang L, et al. Microfluidic 3D printing responsive scaffolds with biomimetic enrichment channels for bone regeneration. Adv Funct Mater 2021;31(40):2105190. . 10.1002/adfm.202105190
[11]

Ouyang L, Armstrong JPK, Chen Q, Lin Y, Stevens MM. Void-free 3D bioprinting for in situ endothelialization and microfluidic perfusion. Adv Funct Mater 2020;30(1):1908349. . 10.1002/adfm.201908349
[12]

Cheng S, Jin Y, Wang N, Cao F, Zhang W, Bai W, et al. Self-adjusting, polymeric multilayered roll that can keep the shapes of the blood vessel scaffolds during biodegradation. Adv Mater 2017;29(28):1700171. . 10.1002/adma.201770206
[13]

Su T, Huang K, Daniele MA, Hensley MT, Young AT, Tang J, et al. Cardiac stem cell patch integrated with microengineered blood vessels promotes cardiomyocyte proliferation and neovascularization after acute myocardial infarction. ACS Appl Mater Interfaces 2018;10(39):33088‒96. . 10.1021/acsami.8b13571
[14]

Shang L, Yu Y, Liu Y, Chen Z, Kong T, Zhao Y. Spinning and applications of bioinspired fiber systems. ACS Nano 2019;13(3):2749‒72. . 10.1021/acsnano.8b09651
[15]

Zhang L, Xiang Y, Zhang H, Cheng L, Mao X, An N, et al. A biomimetic 3D-self-forming approach for microvascular scaffolds. Adv Sci 2020;7(9):1903553. . 10.1002/advs.202070050
[16]

Liu Y, Sun L, Zhang H, Shang L, Zhao Y. Microfluidics for drug development: from synthesis to evaluation. Chem Rev 2021;121(13):7468‒529. . 10.1021/acs.chemrev.0c01289
[17]

Xu P, Xie R, Liu Y, Luo G, Ding M, Liang Q. Bioinspired microfibers with embedded perfusable helical channels. Adv Mater 2017;29(34):1701664. . 10.1002/adma.201770243
[18]

Yang C, Yu Y, Wang X, Shang L, Zhao Y. Programmable knot microfibers from piezoelectric microfluidics. Small 2022;18(5):2104309. . 10.1002/smll.202104309
[19]

Yu Y, Fu F, Shang L, Cheng Y, Gu Z, Zhao Y. Bioinspired helical microfibers from microfluidics. Adv Mater 2017;29(18):1605765. . 10.1002/adma.201605765
[20]

Lin F, Wang Z, Xiang L, Deng L, Cui W. Charge-guided micro/nano-hydrogel microsphere for penetrating cartilage matrix. Adv Funct Mater 2021;31(49):2107678. . 10.1002/adfm.202107678
[21]

Liu R, Kong B, Chen Y, Liu X, Mi S. Formation of helical alginate microfibers using different G/M ratios of sodium alginate based on microfluidics. Sens Actuators B 2020;304:127069. . 10.1016/j.snb.2019.127069
[22]

Xie R, Xu P, Liu Y, Li L, Luo G, Ding M, et al. Necklace-like microfibers with variable knots and perfusable channels fabricated by an oil-free microfluidic spinning process. Adv Mater 2018;30(14):1705082. . 10.1002/adma.201705082
[23]

Du XY, Li Q, Wu G, Chen S. Multifunctional micro/nanoscale fibers based on microfluidic spinning technology. Adv Mater 2019;31(52):1903733. . 10.1002/adma.201903733
[24]

Onoe H, Okitsu T, Itou A, Kato-Negishi M, Gojo R, Kiriya D, et al. Metre-long cell-laden microfibres exhibit tissue morphologies and functions. Nat Mater 2013;12(6):584‒90. . 10.1038/nmat3606
[25]

Cheng Y, Yu Y, Fu F, Wang J, Shang L, Gu Z, et al. Controlled fabrication of bioactive microfibers for creating tissue constructs using microfluidic techniques. ACS Appl Mater Interfaces 2016;8(2):1080‒6. . 10.1021/acsami.5b11445
[26]

Shi X, Ostrovidov S, Zhao Y, Liang X, Kasuya M, Kurihara K, et al. Microfluidic spinning of cell-responsive grooved microfibers. Adv Funct Mater 2015;25 (15):2250‒9. . 10.1002/adfm.201404531
[27]

Kang E, Choi YY, Chae SK, Moon JH, Chang JY, Lee SH. Microfluidic spinning of flat alginate fibers with grooves for cell-aligning scaffolds. Adv Mater 2012;24 (31):4271‒7. . 10.1002/adma.201201232
[28]

Leng L, McAllister A, Zhang B, Radisic M, Günther A. Mosaic hydrogels: one-step formation of multiscale soft materials. Adv Mater 2012;24(27):3650‒8. . 10.1002/adma.201290166
[29]

Yu Y, Shang L, Gao W, Zhao Z, Wang H, Zhao Y. Microfluidic lithography of bioinspired helical micromotors. Angew Chem Int Ed Engl 2017;56(40):12127‒31. . 10.1002/anie.201705667
[30]

Yu Y, Chen G, Guo J, Liu Y, Ren J, Kong T, et al. Vitamin metal‒organic framework-laden microfibers from microfluidics for wound healing. Mater Horiz 2018;5(6):1137‒42. . 10.1039/c8mh00647d
[31]

Kang E, Jeong GS, Choi YY, Lee KH, Khademhosseini A, Lee SH. Digitally tunable physicochemical coding of material composition and topography in continuous microfibres. Nat Mater 2011;10(11):877‒83. . 10.1038/nmat3108
[32]

Cheng Y, Zheng F, Lu J, Shang L, Xie Z, Zhao Y, et al. Bioinspired multicompartmental microfibers from microfluidics. Adv Mater 2014;26(30):5184‒90. . 10.1002/adma.201400798
[33]

Yu Y, Shang L, Guo J, Wang J, Zhao Y. Design of capillary microfluidics for spinning cell-laden microfibers. Nat Protoc 2018;13(11):2557‒79. . 10.1038/s41596-018-0051-4
[34]

Jia L, Han F, Yang H, Turnbull G, Wang J, Clarke J, et al. Microfluidic fabrication of biomimetic helical hydrogel microfibers for blood-vessel-on-a-chip applications. Adv Healthc Mater 2019;8(13):1900435. . 10.1002/adhm.201970055
[35]

Zhuge W, Liu H, Wang W, Wang J. Microfluidic bioscaffolds for regenerative engineering. Eng Regen 2022;3(1):110‒20. . 10.1016/j.engreg.2021.12.003
[36]

Pi Q, Maharjan S, Yan X, Liu X, Singh B, van Genderen AM, et al. Digitally tunable microfluidic bioprinting of multilayered cannular tissues. Adv Mater 2018;30(43):1706913. . 10.1002/adma.201870322
[37]

Wu D, Wang Z, Li J, Song Y, Perez MEM, Wang Z, et al. A 3D-bioprinted multiple myeloma model. Adv Healthc Mater 2022;11(7):2100884. . 10.1002/adhm.202270034
AI Summary AI Mindmap
PDF (12135KB)

2357

访问

0

被引

详细
导航
相关文章

AI思维导图

/

〈 〉