微流控电喷雾仿生类红细胞微球用于组织工程

工程（英文） ›› 2024, Vol. 40 ›› Issue (9) : 86 -94. DOI: 10.1016/j.eng.2023.08.022

研究论文

罗志强 ^a ,
蔡丽均 ^a ,
陈涵旭 ^a ,
陈国璞 ^a ,
赵远锦 ^a^,^b^,^*

作者信息 +

Biomimetic Erythrocyte-Like Particles from Microfluidic Electrospray for Tissue Engineering

Zhiqiang Luo ^a ,
Lijun Cai ^a ,
Hanxu Chen ^a ,
Guopu Chen ^a ,
Yuanjin Zhao ^a^,^b^,^*

Author information +

文章历史 +

Received	Accepted	Published
2023-02-14	2023-08-22
Issue Date
2024-06-14

PDF (9505K)

摘要

微球在再生医学领域已经展现了重大价值。这一领域的发展目前侧重于开发用于组织再生的智能多功能微球。在本文中，受红细胞协助的损伤组织自我修复过程的启发，我们提出了一种新型仿生类红细胞微球（ELMPs）。这些ELMPs通过微流控电喷雾技术制备，其主要成分包括细胞外基质样混合水凝胶和功能辅助成分[如黑磷、血红蛋白和生长因子（GFs）]。由于制备的ELMPs具有氧气递送和近红外响应性释放GFs和氧气的能力，当将它们用作细胞黏附、刺激血管生成和调节药物释放谱的微支架时，它们将具有良好的生物相容性和多功能性。基于这些特点，我们证明了ELMPs可以稳定地堆叠以填充伤口，并实现可控的药物释放，以达到预期的组织再生疗效。因此，我们认为具有盘状形态和药物递送能力的仿生ELMPs是组织工程的理想选择。

Abstract

Microparticles have demonstrated value for regenerative medicine. Attempts in this field tend to focus on the development of intelligent multifunctional microparticles for tissue regeneration. Here, inspired by erythrocytes-associated self-repairing process in damaged tissue, we present novel biomimetic erythrocyte-like microparticles (ELMPs). These ELMPs, which are composed of extracellular matrix-like hybrid hydrogels and the functional additives of black phosphorus, hemoglobin, and growth factors (GFs), are generated by using a microfluidic electrospray. As the resultant ELMPs have the capacity for oxygen delivery and near-infrared-responsive release of both GFs and oxygen, they would have excellent biocompatibility and multifunctional performance when serving as microscaffolds for cell adhesion, stimulating angiogenesis, and adjusting the release profile of cargoes. Based on these features, we demonstrate that the ELMPs can stably overlap to fill a wound and realize controllable cargo release to achieve the desired curative effect of tissue regeneration. Thus, we consider our biomimetic ELMPs with discoid morphology and cargo-delivery capacity to be ideal for tissue engineering.

关键词

仿生学 / 红细胞 / 组织工程 / 微流控 / 电喷雾 / 氧递送

Key words

Biomimetics / Erythrocyte / Tissue engineering / Microfluidics / Electrospray / Oxygen delivery

引用本文

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罗志强,蔡丽均,陈涵旭,陈国璞,赵远锦. 微流控电喷雾仿生类红细胞微球用于组织工程[J]. 工程（英文）, 2024, 40(9): 86-94 DOI:10.1016/j.eng.2023.08.022

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1 引言

组织损伤因其高发病率和高治愈难度而被认为是最棘手的健康问题之一[1‒6]。因此，科学界一直致力于通过重塑组织和恢复其生物学功能来实现受损组织的修复[7‒10]。在这方面，由于生物材料基支架具有良好的生物相容性和理想的细胞黏附性，其与组织工程技术相结合为组织损伤修复开辟了新的路径[11‒16]。虽然此领域进展迅速，但由于现有的支架形状通常与不规则的受损组织不一致，并且缺乏细胞增殖所需的充足氧气，因此治疗效果仍不理想[17‒19]。相比之下，源于微流控的生物医学微球已经成为组织损伤修复的有力候选者，这是因为微流控技术使得在微球中整合复杂成分和功能成为可能，并且以这种方法制备的成品是在微米尺度，为适应损伤区域的形状提供了多种方案[13,20‒21]。然而，大多数基于微流体制备的微球呈球形，在外力作用下容易发生错位移动，不利于伤口愈合[22‒24]。此外，这些微球一般以单一模式给药，释药谱可控性较差，这同样不利于促进组织再生[25‒27]。因此，开发用于组织再生的新型微球仍然值得期待。

在本文中，受红细胞协助的损伤组织自我修复过程的启发，我们提出了一种通过微流控电喷雾制备的新型仿生类红细胞微球（ELMPs），用于促进组织再生（图1）。作为血液中最丰富的细胞，红细胞是运送维持生命所需的氧气和其他分子的重要载体[28‒30]。在组织自我修复过程中，红细胞还可以通过提供充足的氧气来促进细胞增殖和组织重塑，从而发挥关键作用[31‒32]。此外，由于红细胞具有特殊的双凹盘状形态和机械柔韧性，它们表现出高比表面积和堆叠稳定的优势[30,33‒35]。进一步研究表明，具有红细胞形态的盘状微球将有利于细胞黏附和增殖[36‒40]。由此可见，红细胞在结构和功能两方面的突出优势为组织再生提供了极具价值的参考。然而，将这样一个有说服力的想法转化为组织损伤的实际治疗方法仍有待探索。

在本研究中，我们采用微流控电喷雾技术制备了所需的ELMPs，并证明了其在促进损伤组织再生方面的价值。这些组分类似于细胞外基质（即多糖和重组胶原）的ELMPs，是通过微流控电喷雾系统中变形的黏弹性液滴在原位交联后形成的。在制备过程中，黑磷（BP）、血红蛋白（Hb）和生长因子（GFs）被整合到这些成分中，使所得到的ELMPs具有近红外（NIR）响应性GFs释放和氧气递送能力，这两者都有利于细胞黏附和刺激血管生成。结果表明，当应用于受损组织时，基于其独特的形态，所提出的ELMPs可以稳定堆叠以填充伤口。此外，ELMPs可以实现可控地释放药物，并通过促进细胞外基质分泌和血管生成来达到对受损组织的预期治疗效果。这些结果证明，归功于其盘状形态和药物递送功能，我们提出的仿生ELMPs是组织再生的理想选择，在组织工程中潜力巨大。

2 材料与方法

2.1 材料、细胞系和动物

Kappa-卡拉胶（KC）和II型重组人胶原蛋白（RHC）分别购自上海源叶生物科技有限公司和江苏江山聚源生物技术有限公司。从Sigma-Aldrich公司（美国）获得1-（3-二甲氨基丙基）-3-乙基碳二亚胺（EDC）、N-羟基琥珀酰亚胺（NHS）、甲基丙烯酸酐（MA）和2-羟基-2-甲基丙烯酮（HMPP）。血管内皮生长因子（VEGF）和成纤维细胞生长因子（FGF）由PeproTech公司（美国）提供。异硫氰酸荧光素标记牛血清白蛋白（BSA-FITC）购于中科晨宇（北京）生物科技有限公司。磷酸盐缓冲液（PBS; pH = 7.4）购自Biosharp公司。NIH 3T3细胞系和人脐静脉内皮细胞（HUVECs）由中国科学院细胞库提供。甲基噻唑基四氮唑（MTT）购自赛默飞世尔科技公司（美国）。2-吗啉乙磺酸（MES）缓冲液（pH = 6.0）为自行配置。CD31抗体来自赛维尔生物科技有限公司。雄性Sprague-Dawley（SD）大鼠（体重250 g）由鼓楼医院提供。东南大学动物伦理调查委员会审查并批准了所有动物处理和实验方案（20230726002）。实验遵守所有适用的机构和（或）国家关于动物护理和使用的指导方针。

2.2 甲基丙烯酸酯化RHC水凝胶的制备

根据之前报道的方法[41]，通过RHC与MA的取代反应制备甲基丙烯酸酯化RHC（RHCMA）。简而言之，在室温下将冷冻干燥的RHC溶解在PBS中以制备10%（w/V）的RHC溶液。然后，将0.5 mL的MA逐滴滴入10 mL RHC溶液中，用1 mol∙L^-1 NaHCO₃将溶液的pH调节到8~9之间。反应1 h后，将最终获得的溶液在透析膜（14 kDa截止分子量）中透析5天。之后将透析后溶液的pH值调节至7.2，冻干得到最终的RHCMA海绵。

2.3 ELMPs的制备与表征

采用单轴微流控电喷雾装置制备ELMPs。负载在注射器中的前驱体溶液通过软管泵入毛细管。前驱体溶液中含有KC、20%（w/V）RHCMA和BP （0.2 mg∙mL^-1）。HMPP作为光引发剂，以1%的体积比加入到前驱体溶液中。将含有2%（w/V）氯化钾（KCl）溶液的固化池直接置于喷嘴下方，并暴露于紫外光（UV）下。收集到的ELMPs用PBS洗涤20次以完全去除HMPP和KCl。用高速摄像机记录了ELMPs的变形过程。ELMPs的光学图像由安装有CCD的光学显微镜（JSZ6S，南京江南永新光学有限公司）拍摄。扫描电子显微镜（SEM）图像使用场发射SEM（Ultra Plus, ‍‍Zeiss，德国）拍摄。

2.4 光热转换测试

在载玻片上将ELMPs排列成尺寸为1 cm × 1 cm的方阵。NIR激光（808 nm）垂直照射ELMPs，使照射区域刚好覆盖ELMPs。为了获得最合适的功率，使用不同的功率照射ELMPs，并通过手持式热成像仪（FLIR Systems Inc.，瑞典）记录每10 s的温度变化。对于光热转换稳定性测试，进行了连续重复5次的循环测试，每次将NIR激光器打开1 min，然后关闭2 min。

2.5 生物降解测试

ELMPs在PBS中孵育，每天更换一次PBS [42]。每三天，将收集的ELMPs经冷冻干燥后称重。降解率表示为测量重量相对于初始重量的百分比。采用类似的方法测试ELMPs在胰蛋白酶溶液中的生物降解性，此时ELMPs在胰蛋白酶溶液（2.5 μg∙mL^-1）中孵育[43]。此外，设置了另外两组样品用于研究NIR对降解的影响，此时在之前相同的条件下对ELMPs额外施加了每天两次的NIR激光照射。

2.6 蛋白质修饰的可视化

简而言之，将ELMPs在溶解有EDC和NHS的MES缓冲液中于37 ℃孵育30 min，以激活羧基基团。随后收集ELMPs，用PBS清洗，然后转移到BSA-FITC溶液（1 mg∙mL^-1）中孵育过夜，使蛋白质附着在ELMPs上。作为比较，另一组ELMPs直接浸泡在BSA-FITC溶液（1 mg∙mL^-1）中孵育过夜。随后，两组ELMPs用新鲜PBS洗涤20次，共持续5天。在倒置荧光显微镜下观察清洗后的ELMPs。

2.7 ELMPs的Hb修饰和氧释放实验

Hb通过与RHCMA水凝胶形成酰胺键连接到ELMPs中。RHCMA上的羧基被MES缓冲液中的EDC和NHS活化，然后用PBS多次洗涤处理后的ELMPs，并浸入Hb溶液（2 mg∙mL^-1）中孵育过夜。收集并洗涤制备的经Hb修饰后的ELMPs（ELMPs@Hb）。为了负载氧，将ELMPs@Hb过夜浸泡在富氧PBS中。PBS提前过夜通氮气以去除溶解氧（DO），获得新鲜的无氧PBS。使用新鲜无氧PBS快速清洗ELMPs@Hb三次，并将其收集在缺氧环境下的新鲜PBS中进行后续孵育。在释放氧0、1 h、2 h、4 h、8 h、12 h和24 h后，使用溶解氧计测量PBS中的DO浓度以获得氧释放数据。氧分压由测量的DO浓度转换而成。

2.8 药物释放实验

选择BSA-FITC作为大分子蛋白类药物的模型药物。首先，将1 mg冷冻干燥的ELMPs过夜浸泡在BSA-FITC溶液（1 mg∙mL^-1）中，以充分负载模型药物。然后用PBS快速洗涤三次负载有BSA-FITC的ELMPs。收集清洗后的ELMPs，浸泡在1 mL新PBS中，于37 ℃孵育。在预定时间点采集100 μL溶液作为测量样品，取样后加入等量的新PBS。测量样品的荧光强度，并根据荧光强度与BSA-FITC溶液浓度的对应关系将荧光强度测量值转换为BSA-FITC的浓度。由此计算得到从ELMPs中释放的BSA-FITC累积量。

2.9 体外生物相容性

实验分为四组：ELMPs组、ELMPs@Hb组、ELMPs@Hb + NIR组和对照组。采用48孔板培养NIH 3T3细胞（每孔约10⁴个细胞），并与ELMPs和ELMPs@Hb共孵育3天。对照组正常培养，ELMPs@Hb + NIR组使用NIR每天照射2次。每天将MTT加入到孔中与细胞反应以形成甲臜，使用二甲基亚砜（DMSO）溶解形成的甲臜并记录其光密度（OD）值，以评估各组细胞活力。第三天，在孔中加入钙黄绿素对活细胞进行染色。在正置荧光显微镜下观察从孔内吸出的ELMPs和ELMPs@Hb，在倒置荧光显微镜下观察孔内的细胞。

2.10 体外血管成管实验

将氧气、VEGF和FGF共载入ELMPs以获得最终用于测试的ELMPs +药物（ELMPs + drugs）。实验分组与前一实验相同。使用100 μL的GFs诱导性Matrigel覆盖48孔板的每个孔底，并在37 ℃下固化。在每孔中播种HUVECs（每孔3 × 10⁴个细胞），并分别与ELMPs + drugs和ELMPs共培养8 h。孔中的细胞经钙黄绿素染色后，在倒置荧光显微镜下观察出现的血管环状结构。统计总血管长度并将数据根据对照组进行归一化处理。

2.11 体内动物实验

通过切除SD大鼠腹膜外肌，保留腹膜和横肌，在腹壁形成双侧腹外侧肌部分缺损，尺寸为1 cm × 1 cm。实验分为四组：ELMPs组、ELMPs + drugs组、ELMPs + drugs + NIR组和对照组，分别用PBS、ELMPs和ELMPs + drugs完全填充肌肉缺失的空间。植入后，使用3-0缝合线间断缝合将皮肤缝合在一起。损伤区域的热成像图像由热成像仪记录。对于ELMPs + drugs + NIR组，受损组织部位每天接受了两次NIR照射。两周后处死所有大鼠，收取修复后的腹壁组织。

2.12 组织学评估

对修复后的腹壁组织进行石蜡包埋，以5 μm切片。苏木精和伊红（H&E）染色用于显示肉芽组织厚度和炎症情况；Masson染色用于评价胶原沉积和组织形成；CD31免疫组化染色用于评价血管形成。

2.13 数据分析

所有统计数据均以平均值±标准差表示。采用单因素方差分析（ANOVA）和Tukey事后检验评价每两组间的统计学显著性。只有当p < 0.05时才认为组间差异性是可信的。

3 结果与讨论

在一次典型的实验中，采用单轴微流控电喷雾装置制备ELMPs。注入微流控电喷雾装置的前驱体溶液中含有KC、RHCMA和BP。RHCMA通过RHC和MA之间的取代反应合成，具有原位紫外光交联能力（附录A中图S1）[41]。在外加电场作用下，前驱体溶液在喷嘴处破碎成微液滴。使用含有2%（w/V）KCl溶液并暴露在UV光下的固化池来收集并交联微液滴。当液滴接触到溶液界面时，液滴发生变形并同步发生交联，历经KC离子交联和RHCMA紫外光交联，形成ELMPs [图2（a）]。更具体地说，由于KC的凝胶能力弱，黏度高，球形的流体液滴在与溶液界面接触时倾向于从中间向边缘扩散，形成盘状微球。随后KC的离子交联和RHCMA的原位光交联阻止了扩散。利用光学显微镜捕获了具有均匀盘状形态的ELMPs的图像，如图2（b）和（c）所示。通过SEM获得的ELMPs的俯视图和侧视图图像，进一步证实了微球的盘状形态，并显示了其表面多孔结构[图2（d）和（e）]。粒径分布分析也表明，所得ELMPs为均匀颗粒[图2（f）]。

此外，不同于球形颗粒，ELMPs的盘状形态允许它们堆叠在一起（附录A中图S2）。在微流控电喷雾过程中，可以通过改变外电场和流速来调节ELMPs的大小。一般来说，在较低流速和较高施加电压的条件下可以收集到较小的微球[图2（g）]。值得注意的是，KC的浓度在盘状形态的形成中起着关键作用。我们针对KC浓度影响的实验表明，过低的浓度[低于0.2%（w/V）]会使微滴变成不规则形状并黏在一起。这是因为KC网络中的低交联度导致液滴过度分散，并且在光聚合之前无法限制RHCMA在溶液中的扩散。随着KC浓度增加，交联微球的形态逐渐普遍呈盘状并呈单分散（附录A中图S3）。KC的浓度被限制在0.5%（w/V）以下，因为合适的前驱体溶液黏度可以防止生成的微滴尺寸不均一。此外，RHCMA的浓度选择为20%（w/V）以保证足够的机械强度。

胶原蛋白是细胞外基质的主要成分，有许多可以用于化学修饰的活性位点。其衍生物RHCMA保留了类似于细胞外基质的结构，并为ELMPs提供了丰富的化学修饰位点。例如，基于碳二亚胺化学法，BSA-FITC可以被偶联到ELMPs上以可视化其蛋白质修饰[附录A中图S4（a）]。ELMPs的最终荧光图像证实了蛋白质修饰的极大可行性，保证了其生物医学用途的定制设计的巨大潜力[附录A中图S4（b）]。此外，BP的整合使ELMPs具有光热响应能力，使药物在NIR光下释放可控。值得注意的是，最高温度阈值被限制在39 ℃左右，以防止对周围组织的烧伤和进一步导致热诱导下杂化水凝胶性质的变化。结果表明，功率为1.43 W∙cm^-2的NIR照射可使ELMPs在1 min内迅速升温至39.2 ℃，然后在关闭NIR后的2 min内自然冷却到室温[图3（a）]。连续五次的循环测试证明了NIR照射下光热响应性升温行为的稳定性，如图3（b）所示。

进一步地，通过基于碳二亚胺化学法将Hb整合到ELMPs中，可以使得ELMPs具有氧气递送能力，并可以避免游离Hb的毒副作用[附录A中图S4（c）]。随后，通过测量含有载氧ELMPs@Hb的PBS的DO浓度来确定ELMPs@Hb的氧递送能力。可以观察到ELMPs@Hb对氧分压有明显的调节作用，包括富氧条件下的氧气负载和缺氧环境下的氧气释放。有趣的是，在NIR照射下，氧气释放过程是可调节的[图3（c）]。更具体地说，NIR照射引起的温度升高导致Hb的氧结合能力下降，从而导致更快更多的氧释放[21]。总的来说，我们已经成功地获得了具有类红细胞形态和氧递送特性的ELMPs@Hb。

为了测试我们的ELMPs的给药性能，我们研究了ELMPs的释药能力。以水溶性BSA-FITC为典型模型药物，通过浸泡将其加载到ELMPs中，随后将载药ELMPs转移到PBS中以观察功能蛋白分子的一般药物释放表现。基于NIR触发的光热转换，ELMPs有望实现对释放过程的调节。正如预期，我们观察到ELMPs具有药物缓释特性，当NIR光以重复间隔时间照射时，释放速度将更快[图4（a）和（b）]。这些结果表明，ELMPs在NIR作用下的近红外响应性释放行为可以在NIR下被远程和重复控制，这种可控的释放特性为智能给药铺平了道路。

考虑到材料的自降解和生物相容性在组织再生中具有重要意义，我们在体外研究了ELMPs的降解和生物相容性。在降解测试中，将施加和未施加NIR照射的ELMPs分别在PBS和胰蛋白酶溶液中孵育，以分别检查其在储存条件下的稳定性和模拟其在细胞样环境中的生物降解。可以观察到ELMPs的重量在PBS中孵育后仍保留了其原有的96.9%，在胰蛋白酶溶液中孵育后仍保留了其原重量的74.2%。NIR光照射加速了降解过程，但ELMPs在PBS溶液中孵育后仍保留了95.4%，在胰蛋白酶溶液中孵育后仍保留了67.4% [图4（c）和（d）]。这些结果表明，ELMPs可以作为体内植入材料，在功能期内具有良好的稳定性并可以在随后的时间内自降解，避免了二次手术的风险。在生物相容性测试中，将ELMPs和ELMPs@Hb在NIR照射或不照射下与NIH 3T3细胞孵育来验证其生物相容性。使用MTT法检测细胞活力，并归一化为对照组在第一天的细胞活力的百分比，结果为3T3细胞能正常生长和增殖。利用钙素绿素对活细胞进行染色以检查细胞形态，并观察在ELMPs和ELMPs@Hb表面上的细胞的行为。可见3T3细胞形态未有明显变化（图5），此外，细胞可以黏附在ELMPs和ELMPs@Hb表面上并正常增殖[图5（a）和（b），附录A中图S5）。这些结果表明，ELMPs具有良好的生物相容性，并具有作为细胞黏附和增殖的生物微支架的良好潜力。

在组织的实际自我修复过程中，除了需要足够的氧气来满足受损组织的代谢需要外，还需要内源性功能分子（如GFs）在体内与细胞受体相互作用，以加速受损组织的再生[44]。因此，氧气和功能性GFs（包括VEGF和FGF分子）被共同装载到ELMPs@Hb中，以协同治疗受损组织。在体外测试了负载GFs和氧气的ELMPs@Hb（ELMPs + drugs）的促血管生成特性。实验中选择HUVECs与ELMPs + drugs进行孵育。在VEGF诱导下，细胞能够增殖和迁移，形成血管样结构，即HUVECs环绕形成的管状结构。结果发现，ELMPs + drugs + NIR组具有最多的血管样管状结构，这表明在NIR作用下，ELMPs + drugs可以释放更多的GFs，并保留了它们的生物学功能[图5（c）和（d）]。

最后，在体内建立了典型的动物组织损伤模型——腹壁肌肉缺损模型，来进一步评估ELMPs + drugs用于组织工程的可行性。如附录A中图S6（a）所示，在所有大鼠的两侧腹壁肌肉上局部切除了一块尺寸为1 cm × 1 cm的正方形肌肉组织。然后将大鼠随机分为三个数量相等的组：ELMPs组、ELMPs + drugs组和ELMPs + drugs + NIR组。将ELMPs和ELMPs + drugs分别植入不同组大鼠右侧损伤区[附录A中图S6（b）]，左侧损伤区均设为对照组。植入成功后，缝合切开的皮肤[附录A中图S6（c）]。然后，首先在体内检测了ELMPs的光热转换表现，记录了损伤区域的热图像以检查经过不同治疗后的组织在NIR照射时的温度变化。结果表明，照射1 min后，ELMPs填充部位的局部温度上升到39 ℃左右，明显高于对照组的组织温度[附录A中S6（d）~（f）]。这些结果表明，由于NIR激光具有对皮肤的强烈光穿透性，ELMPs在植入体内后仍然可以保持理想的光热转换效果，光响应性衰减很小。

两周后，打开皮肤切口，切除再生组织，并通过组织学分析来评估各组的修复效果。从H&E染色结果来看，如图6（a）所示，所有四组的再生区域均未出现明显的炎症细胞浸润，表明我们设计的微载体具有良好的生物相容性。ELMPs + drugs组和ELMPs + drugs + NIR组的再生组织厚度也显著大于对照组和ELMPs组[图6（a）和附录A中图S7（a）]。ELMPs + drugs + NIR组肉芽组织厚度最高，这可能是归因于NIR处理加快的治疗药物释放。值得注意的是，与对照组相比，ELMPs组也具有较明显的促进修复作用，这是因为ELMPs可以根据伤口的不规则形状进行排列，成为细胞黏附和增殖的三维生物相容性支架，以保护伤口免受外力伤害。

随后，通过Masson染色和CD31免疫组化染色观察了损伤组织周围新胶原沉积和血管生成情况，以评估组织重塑情况。在图6（b）中，胶原蛋白的高表达（染为蓝色）代表促进了细胞外基质的分泌，因此可以认为获得了更好的修复效果。CD31是血管内皮细胞的标志物，可以被染色以观察血管再生情况。新形成的血管将发挥关键的营养输送作用，而更高的血管密度将促进更好的组织再生。如图6（b）和（c）所示，与其他两组相比，ELMPs + drugs组和ELMPs + drugs + NIR组的胶原沉积和血管生成更为充分，表明其组织修复效果更好。这一结果可归因于ELMPs + drugs释放的GFs和氧气的再生促进能力。值得注意的是，ELMPs + drugs + NIR组胶原沉积最好，血管密度最大，说明促进治疗药物释放可以加速再生过程[附录A中图S7（b）]。ELMPs治疗组的再生性能也优于对照组，表明ELMPs可以作为微支架促进组织再生。总的来说，ELMPs + drugs在损伤组织区域展现了多功能性以促进组织修复，表明它们在进一步的组织工程应用中具有极大的潜力。

4 结论

总之，我们提出了新颖的NIR响应性ELMPs，并将其发展成为负载有药物和氧的ELMPs + drugs以用于组织再生。BP的掺入可以调节ELMPs + drugs的药物释放谱；同时，将Hb偶联到RHCMA水凝胶中，赋予了其氧递送能力。ELMPs + drugs具有良好的生物相容性，并且可作为维持细胞增殖的微支架。总体而言，本文所提出的ELMPs + drugs将红细胞的盘状形态和氧传递功能与新型水凝胶微球基药物载体/微支架相结合，以用于组织工程。当将ELMPs + drugs用于大鼠腹壁损伤模型的修复时，可明显促进细胞外基质分泌和新生血管形成，加速组织再生。ELMPs + drugs在NIR下的光热转化也被证明可以由NIR触发来促进治疗药物的释放，并取得更好的疗效。因此，响应性治疗药物递送型ELMPs + drugs已经在组织工程领域显示出良好的潜力，并为新型药物微载体/支架的设计提供了一个创新的概念。

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原文顺序 | 出版日期 | 本文引用

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