Notch信号通路——在健康和疾病方面的调控机制

孟瑶 ,  Zhihan Bo ,  Xinyi Feng ,  杨信怡 ,  Penny A. Handford

工程（英文） ›› 2024, Vol. 34 ›› Issue (3) : 224 -247.

PDF (5069KB)
工程（英文） ›› 2024, Vol. 34 ›› Issue (3) : 224 -247. DOI: 10.1016/j.eng.2023.11.011
研究论文

Notch信号通路——在健康和疾病方面的调控机制

作者信息 +

The Notch Signaling Pathway: Mechanistic Insights in Health and Disease

Author information +
文章历史 +
PDF (5189K)

摘要

Notch信号通路在后生动物物种中进化保守，并且在很多生理过程中发挥着重要作用。Notch受体由两个典型的配体家族（Delta和Serrate/Jagged）激活，其中配体和受体都是单向跨膜蛋白，相对于其细胞内部分，它们通常有较大的胞外结构域。当存在相对细胞面上的核心结合区域发生相互作用时，受体/配体络合物的形成会引发力介导的蛋白水解作用，最终释放出具有转录活性的Notch胞内结构域。本文重点关注细胞外受体/配体络合物的结构特点、翻译后修饰对调节该络合物所发挥的作用、细胞膜对配体功能的贡献，以及对获得性和遗传性疾病的见解。

Abstract

The Notch signaling pathway is evolutionarily conserved across metazoan species and plays key roles in many physiological processes. The Notch receptor is activated by two families of canonical ligands (Delta-like and Serrate/Jagged) where both ligands and receptors are single-pass transmembrane proteins usually with large extracellular domains, relative to their intracellular portions. Upon interaction of the core binding regions, presented on opposing cell surfaces, formation of the receptor/ligand complex initiates force-mediated proteolysis, ultimately releasing the transcriptionally-active Notch intracellular domain. This review focuses on structural features of the extracellular receptor/ligand complex, the role of post-translational modifications in tuning this complex, the contribution of the cell membrane to ligand function, and insights from acquired and genetic diseases.

关键词

Notch信号通路 / 结构生物学 / 糖基化 / 遗传性疾病 / 癌症 / 药物

Key words

Notch signaling pathway / Structural biology / Glycosylation / Genetic disorders / Cancer / Pharmacological agents

引用本文

引用格式 ▾
孟瑶,Zhihan Bo,Xinyi Feng,杨信怡,Penny A. Handford. Notch信号通路——在健康和疾病方面的调控机制[J]. 工程（英文）, 2024, 34(3): 224-247 DOI:10.1016/j.eng.2023.11.011

登录浏览全文

4963

注册一个新账户 忘记密码

1 引言

Notch信号通路包括受体、配体、转录因子和靶标基因几个核心组成部分，被激活后会产生短程信号，对于多个发育和体内平衡过程具有重要作用[1‒6]。这些过程包括细胞命运决定、细胞存活以及干细胞维持。当Notch配体和受体的细胞外结构域（ECD）内的特定位点反式结合，并随后施加拉力时，在受体的近膜端负调节区（NRR）的蛋白水解裂解（S2）便会被去整合素和金属蛋白酶（ADAM）家族金属蛋白酶触发（图1 [7‒11]）。随后Notch“茎”在膜内位点（S3）上发生γ-分泌酶裂解反应。这样就导致转录活性Notch胞内结构域（NICD）的释放，随后转移到细胞核，与用于免疫球蛋白kappa J区（RBPJ）家族[也被称为CSL或CBF1/Su(H)/Lag-1] [12‒13]的重组信号结合蛋白的DNA结合蛋白形成复合物。NICD与RBPJ结合后取代了辅阻遏蛋白，并引起类Mastermind蛋白（MAML1‒3）等共激活因子的募集反应，从而导致一级靶标基因的表达，比如split多毛增强子（HES）和带有YRPW基序的HES相关家族碱性螺旋-环-螺旋（bHLH）转录因子（HEY），如图1所示[14‒17]。与很多其他信号通路不同的是，NICD没有放大信号，而是充当一个信号转导器，并且负责激活通路[12]。除了反式激活之外，在同一个细胞中表达时，Notch受体/配体还可以形成顺式抑制复合物和顺式激活复合物。顺式抑制对于调节一系列细胞命运决定具有重要作用，例如，通过影响“尖”和“柄”内皮细胞影响果蝇的血管生成，此外，也参与果蝇翅的发育和感觉器官前体细胞的选择[18‒21]，同时已有研究证明，顺式激活作用发生在多种细胞类型中，并且可以影响神经干细胞的体外存活[22]。

鉴于这种相对简单的通路结构，很多关于Notch的研究都集中在理解为何这种信号通路可决定如此多生物学反应。在果蝇中，有一个受体和两个不同的配体（Delta和Serrate）。在哺乳动物中，有四个Notch旁系同源基因（NOTCH1‒4）和四个典型配体（JAG1/2和DLL1/4），它们在细胞表面表达，另一非典型配体DLL3位于反式高尔基体中[23‒24]。然而，配体/受体的组分可能会显示出针对细胞类型和发育阶段的特异性表达，但这并不能圆满解释为何有如此多截然不同的生理反应。必须运行附加机制对信号进行调节/微调。根据最新的数据，本文重点关注胞外受体/配体复合物，特别是机械作用力、翻译后修饰（PTM）以及膜相互作用，在调节配体依赖型Notch激活中的作用。我们提请读者注意近期涵盖Notch信号传导其他方面的研究，例如NICD生物学和转录输出[13,25‒26]。

2 受体和配体的ECD

从果蝇到人类的大多数后生动物中，典型配体和受体都是模块结构，这表明，它们都是I型跨膜蛋白，相对于其细胞内部分，这种蛋白具有较大的ECD。秀丽隐杆线虫（C. elegans）是一种例外情况，这种线虫的受体/配体ECD更短，而且除了跨膜形式之外，还有大量的可溶性配体（图2 [14,27‒30]）。Notch ECD主要由连续的类表皮生长因子（EGF）结构域组成，这个结构域与近膜端NRR [包含三个LIN-12/Notch重复序列（LNR）和一个异二聚区域]相连。在无外力施加的情况下，该区域掩盖了S2蛋白水解切割位点，而该位点是ADAM蛋白酶的底物。两个配体家族有一个共同的N端区域，其中包含Notch的核心结合位点。紧随其后的数量不定的EGF结构域，以及仅在Jagged/Serrate中存在的近膜端富含半胱氨酸结构域（CRD），使得果蝇中这两个家族与人类相应配体区分开来（图2）。

3 Notch受体及其配体的结构生物学

从历史上看，不管是受体还是配体ECD，都是结构生物学的挑战目标，这主要是因为它们的EGF结构域的PTM，比如二硫键的形成、O-糖基化和β-羟基化。很多早期的关键结构域的高分辨率结构都是从在体外被再折叠并且缺少PTM的样本中获得，但二硫键除外[31‒34]。真核表达系统的改进，如利用S2、HEK293-T、HEK293-S和HEK293-F等细胞系，以及High FiveTM商业化细胞系，为天然折叠并且已经被翻译后修饰的ECD片段的纯化提供了便利。这使得我们对受体/配体核心相互作用区域以及较大的多结构域片段和复合体的结构认识有了显著进步，从而对可能在细胞表面以顺式和反式形式形成的复合体提出了新的见解。

3.1 Notch ECD的结构—杆状、弯曲且灵活

成熟的Notch受体通常在分泌途径中在S1处由furin介导的裂解反应之后在细胞表面以二聚体形式表达，但是果蝇受体并不需要这种裂解反应来发挥活性[35‒36]。哺乳动物Notch受体的ECD具有不同数量的EGF结构域与NRR连接。人类NOTCH1（hNOTCH1）、hNOTCH2与果蝇Notch（dNotch）相似，都有36个EGF结构域，但是hNOTCH3比它们少两个EGF结构域，hNOTCH4有29个EGF结构域。秀丽隐杆线虫的Notch受体GLP-1和LIN-12比哺乳动物或果蝇的相应受体短得多，分别只有10个和13个EGF结构域（图2）。在分泌途径中，EGF结构域受到多种PTM的影响。内质网（ER）在氧化环境下形成的二硫键以1‒3、2‒4、5‒6的排列形式对天然EGF折叠起到稳定作用，通过天冬氨酸/天冬酰胺羟化酶（AspH）进行β-羟基化，确保一部分EGF结构域实现正确折叠[37]，并且O-糖基化是根据独特的共有序列而发生的，对功能具有多种不同的影响[38‒39]。一种主要以hNOTCH1多结构域片段为靶标的解构方法为我们提供了生物物理学信息。Notch ECD的很多不同的串联重复序列都包含这个共有序列：[D/E/N]-X-[D/N]-[D/E/N/Q]-X m -[D/N/Q]*-X n -[F/Y]（其中*表示可能的β-羟基化，m/n是变量），这个共有序列可预测钙离子结合[27]。由于在N端结构域中的保守芳基族残基和位于C端结构域中的β-发夹状中心上的“XG”二肽序列之间存在疏水堆积相互作用，因此在Ca2+存在的情况下，预测这些重复序列对是接近线性和刚性的结构[32‒33,40]。确定这些之后，Ca2+的典型Notch结构域平衡解离常数（K d）值在微摩尔量级[在pH = 7.5、I = 0.15（生理离子强度相当于150 mmol∙L‒1 NaCl）条件下，1~200 μmol∙L‒1] [41]。预计这些位点在游离胞外Ca2+的生理浓度（> 1.5 mmol∙L‒1）下饱和。因此，结合后的Ca2+主要发挥结构作用。很少有研究在其他富含钙离子结合EGF（cbEGF）结构域的蛋白质中，例如细胞外基质（ECM）蛋白原纤维蛋白（fibrillin）-1，观察到Ca2+的K d值在毫摩尔范围内，这表明位点亲和力较低[42]。在这种情况下，cbEGF结构域之前有一个异源结构域。如果受体内存在弱结合位点，则可能在细胞外环境中引入依赖于Ca2+的灵活性，如图3（a）所示[41]。

3.1.1 配体结合区（LBR）是一个Ca2+稳定的杆状区域

Notch EGF11-13由三个cbEGF结构域组成，并包含首次通过细胞聚集实验在dNotch中发现的EGF11-12 LBR，是结构生物学的早期目标[44]。最初，通过hNOTCH1的核磁共振波谱（NMR）溶液结构[33]，以及随后的hNOTCH1、hNOTCH2和dNotch EGF11-13的X射线晶体结构，证实了其在Ca2+饱和条件下为刚性细长结构，与在其他cbEGF结构域片段中所见的相同[7,32,45]，如图3（b）所示[31,41]。有趣的是，大多数Notch cbEGF对在N端结构域的最后一个半胱氨酸和C端结构域的第一个钙结合残基之间有两个连接残基，而其他蛋白质（如原纤维蛋白-1）中cbEGF的串联重复序列有一个连接残基[33,40]。因此，Notch cbEGF结构域对相比其他蛋白的cbEGF结构域对具有相似的倾斜角（也因此导致细长结构），但扭转角不同。

3.1.2 其他Notch EGF结构域具有多样的交界面

与含cbEGF的片段相比，含非cbEGF的Notch片段，其结构属性更不容易预测。一项针对hNOTCH1 ECD的N端部分的研究表明，这些结构域的存在具有多效性。例如，NMR残留偶极耦合研究（该研究确定结构域间方向）表明，cbEGF9和非cbEGF10之间的交界面是弹性的[41]。相反地，NOTCH1 EGF4-7的晶体结构和残留偶极耦合研究共同表明，cbEGF5和非cbEGF6之间的交界面是弯曲且刚性的[41]。这些研究与LBR可用结构一起构建出EGF4‒13区域的结构模型[图3（b）]。假设其他cbEGF的Ca2+的K d值与已测量的cbEGF结构域的K d值类似，那么我们有理由提出，ECD的几个部分（比如EGF14-21、EGF23-25和EGF31-33，均由连续的cbEGF结构域组成）很可能会具有刚性且拉长的结构。但是，还需要对EGF22、EGF26、EGF28-30和EGF33-36上存在的非cbEGF结构域进行更多的生物物理学研究，以探索C端ECD的整体架构和弹性/刚性的问题。近期，在生理相关Ca2+浓度（2 mmol∙L‒1）条件下，对全长NOTCH1 ECD片段进行小角度X射线散射（SAXS）分析，显示出弹性属性，这支持了早期的EGF9-10 NMR研究[46]。另外，该实验数据显示ECD的最大尺寸（D max）约为38 nm。考虑到每个EGF结构域的长度接近3 nm，这些数据说明，该片段并非简单的接近线性和刚性，否则整个EGF将会有108 nm（36 × 3 nm）的长度。该片段很可能包含弯曲和弹性区域，如EGF4-13区域所示。由于现阶段缺乏Notch的全长跨膜形式的冷冻电子显微镜（cryo-EM）或X射线晶体结构，对较短的多域EGF片段进行SAXS分析，结合靶向NMR和相关的生物物理/钙结合研究，应有助于进一步确定ECD的形状。

3.1.3 负调节区（NRR）

NRR由三个LNR和一个近膜异二聚化结构域（HD）组成，并充当Notch通路激活中的机械传感器[图3（b）]。它保持在抵抗蛋白酶分解的自抑制状态，直到配体与LBR结合，施加拉力并解开自抑制，使ADAM蛋白酶在S2处裂解。高分辨率晶体结构揭示了自抑制的分子基础，如图3（b）所示[34]。每个LNR向单个Ca2+提供配体，产生的三个与Ca2+结合的结构域对HD茎部起到保护作用，从而隐藏S2蛋白酶切割位点。这种构象可以通过机械牵引、用螯合剂破坏Ca2+结合以及破坏自抑制稳定状态的错义突变来打破[47‒48]。

一种利用NRR机械激活机制设计而成的合成Notch系统（synNotch）可被用于感知细胞外的信号和机械信号，并记录细胞之间的接触历史[49]。受体/配体配对被抗体-抗原配对取代的synNotch与具有独特转录因子的NICD结合后，可被表达于细胞中，用以发现表达疾病特异性抗原的细胞，并激活下游靶标进行治疗[50]。已经有各种synNotch系统被开发出来，用于针对不同类型肿瘤相关标记物的嵌合抗原受体T细胞（CAR-T）疗法。这些肿瘤相关标记物包括apelin受体、AXL受体酪氨酸激酶、类胎盘碱性磷酸酶2和EGF受体剪接异构体III [51‒54]。虽然较高的非配体依赖型激活是早期synNotch构建的主要限制因素，但新一代版本已通过在跨膜结构域（TMD）底部添加疏水性RAM序列或通过融合来自NRR稳定抗体的单链可变片段来增强其自抑制构象[55‒56]。此外，蛋白质工程置换法进一步调整了NRR的机械敏感性，使synNotch能够响应各种生物相关力学刺激从而被激活[55]。凭借其高可编辑性，以及特异性的不断提高，synNotch成为一种很有前途的治疗工具。

此外，一种用于蛋白水解开关的合成Notch检测方法（SNAPS）也被开发出来，用于研究新型潜在蛋白水解开关。该方法用与Notch具有结构同源性的其他受体的蛋白水解敏感区域替换NRR，但保留使用天然的Notch与DLL4的结合和相互作用作为输入端，并以NICD诱导的Gal4转录反应作为输出端[57]。NRR中隐藏的S2裂解位点位于类海胆肠激酶集聚蛋白（SEA）结构域中，其中类SEA结构域与其相邻结构域之间的相互作用阻止了蛋白酶的进入[34,58‒59]。在SNAPS测定中，几个来自其他表面受体的近膜结构域（这几个近膜结构域已被识别或预测出包含类似的类SEA折叠[60]）已被证明可以替代NRR的蛋白水解开关，并在DLL4激活后诱导转录反应[57]。尽管在这些嵌合受体中观察到类似的类开关行为，但结构分析揭示了不同的类SEA结构域和各自相邻结构域之间的相互作用模式各不相同，这为合成生物学中改造新的蛋白水解开关提供了机会[49]。此外，无需类SEA结构域，SNAPS便可以检测各种受体从细胞膜的脱落，使其成为研究多种跨膜蛋白的蛋白水解调节机制的潜在工具。SNAPS还可用于筛选脱落调节剂，例如赫赛汀和功能阻断性E-钙黏蛋白（E-cadherin）抗体DECMA-1，从而为蛋白水解失调疾病提供潜在的受体特异性治疗靶点[57]。

3.1.4 功能研究中的其他相关区域—Abruptex区域（Ax）

我们将Notch受体的EGF24-29称为Ax区域（图2），研究证明它对Notch的功能也很重要[61]。该区域首次在果蝇中发现。研究发现，在果蝇中Ax区域的错义突变可导致与敲除dNotch所导致的“notched wing”表型相反的表型出现[61]，如图3（c）所示[43]。这些携带Ax区域突变的等位基因（Ax等位基因）可分为三类，即纯合致死型、N抑制型和N增强型（表1）[43]。在与携带dNotch敲除或其他类别的Ax等位基因以杂合状态表达时，导致EGF24和EGF25中半胱氨酸替换的纯合致死型Ax区域突变仍具有致死性[62]。由于受影响的半胱氨酸残基涉及EGF结构域中二硫键的形成，这些变异可能会导致EGF结构域的错误折叠，从而使Notch受体产生较大的结构变化，进而导致受体在分泌途径中错误的运输。有趣的是，两种N抑制型突变均导致cbEGF结构域钙结合共有序列相关氨基酸残基的替换。通过类比在其他富含cbEGF结构域的蛋白质中观察到的类似变异，这些替换突变可能会导致Ca2+的K d值增加，并增加EGF23-24和EGF24-25交界面的灵活度[27,63]。这些变化可能会影响蛋白质之间的相互作用、生物力学属性、间隔功能，或者增加蛋白水解的可能性。

当Ax等位基因与敲除dNotch的等位基因（N - ）以杂合状态表达时，N抑制型和N增强型突变分别抑制或增强N - 表型[61‒62]。N抑制型和N增强型等位基因的纯合子可诱导与其杂合子（Ax/N + ）相同的表型[62,64]。纯合致死型等位基因（如Ax-M1）和N -或其他类型的Ax等位基因的组合具有致死性。

3.2 Notch配体的结构

基于一种新的结构域类型的出现，典型的Notch配体被归为Delta/Serrate/LAG-2（DSL）家族。通常，DSL配体在细胞表面表达为跨膜蛋白，但DLL3和秀丽隐杆线虫中的一些可溶式配体除外，其中DLL3是一种位于反式高尔基体的Notch负调节因子[23]。所有DSL配体都有一个N端C2结构域[以往称为Notch N端模块（MNNL）]，其后是DSL结构域和数量不定的EGF结构域。DSL结构域用于结合Notch，说明该结构域在典型配体功能中的必要性。在两个配体家族中，Jagged类配体较大，因包含一个膜近端CRD而与Delta类配体区分开来（图2）。如今许多配体结构已经被确定，从而得以辨别Notch配体的共同特征。

3.2.1 C2结构域和脂质/膜结合

2013年，研究确认了由MNNL、DSL和EGF1-3[NE3，图4（a）[1,8,65] ]组成的JAG1 N端片段的X射线结构[65]，并揭示了MNNL是一种常见的脂质结合C2模块。理论上，除了配体的C端跨膜区之外，该模块还可以赋予外周膜结合特性。这种结构域类型有一个疏水核心，这个核心由2 × 4 β片层三明治形成，这类结构域通常与参与囊泡/膜靶向的细胞内蛋白相关，比如突触结合蛋白和磷脂酶A2，一个值得注意的例外情况是穿孔蛋白[66‒67]。其他结构表明，C2结构域（前称MNNL结构域）在两个配体家族中都存在[图4（b）[68] ]，也存在于迄今为止研究的所有后生动物物种（果蝇、人类和大鼠）的Notch配体中[7,11,69]。它们都具有与蛋白激酶C（PKC）-C2家族最相似的II型拓扑结构。Jagged类C2结构域在顶端区域与Ca2+结合（JAG1 C2中有1个Ca2+，JAG2中有3个Ca2+），而Delta类家族的C2则不与Ca2+结合。在许多细胞内C2结构域中，连接β链1-2（β1-2环）和β链5-6（β5-6环）的顶端环区域被认为是主要的脂质结合位点，其中具有多个疏水残基。然而，在Notch配体中，这些环的疏水性较低，这意味着它们不能被深埋在细胞膜中[7]。体外测定数据表明，所有典型Notch配体的C2结构域都可与脂质结合，如图4（c）所示[8]，其中JAG1配体优先结合富含鞘磷脂的脂质体，DLL4配体优先结合富含神经节苷脂的脂质体[7‒8]。在不同的Notch配体中，C2结构域顶端的环，无论是在长度上还是构象上都有很大的多样性[包括连接β链3-4（β3-4环），该环通常更偏侧向]。这意味着功能的多样性，与体外观察到的不同配体的脂质结合偏好一致[图4（b）]。随后在C2结构域上（远离主要脂质结合区域）鉴定出Notch结合表面，促使了在Notch存在的情况下进行脂质体/配体结合测定。测定发现，包含Notch LBR片段可以增强脂质体向固定N端配体片段的募集[7]。此外，在JAG1 C2结构域顶端环中进行含氨基酸取代（经蛋白工程改造或致病突变）的变体会导致其激活Notch的能力下降，这说明N端区域的脂质结合能力在调节Notch信号传导方面发挥重要作用[7‒8]。总体来说，这些数据表明，Notch受体、配体和脂质（细胞膜）的三元复合物是Notch激活作用达到最佳水平所必需的，或可在捕获键衔接之前，通过促进配体/受体复合物的形成而发挥作用（详细信息请参阅第5.2节）。

对果蝇Delta中C2结构域的β1-2环进行基因编辑，使脂质结合所需的四个残基被去除，这进一步提供了体内试验证据，表明该区域是强健的Notch信号传导所必需的，特别是依赖于较低水平Notch信号的发育决策，例如微毛藻属间距和光感受器的发育结果[9]。关于膜/配体相互作用的重要性仍然有更多的问题有待解决。正如体外试验显示的不同脂质结合偏好和不同配体的C2结构差异所示，外膜小叶中是否存在脂质类型对配体的特异性选择？C2结构域与哪个膜结合，信号发送细胞还是接收细胞的膜，或两者均可？

3.2.2 JAG1 C2结构域和N-糖基化

对癌症体细胞突变目录（COSMIC）配体突变体进行分析，最新数据揭示了位于JAG1 C2 结构域脂质结合环上的N-聚糖对Notch激活的重要性。位于β5‒6环上的NxS/T糖基化基序[图4（a）]在Jagged/Serrate配体中高度保守，但在果蝇[8]以外的Delta配体中则不然。在基于Notch激活测定，如图4（d）所示[8,19]，和JAG1-依赖型血管平滑肌细胞（VSMC）分化测定中[8]，具有氨基酸取代T145N和N143A的JAG1突变体（该突变体改变了共有的C2 N-糖基化位点），导致JAG1介导的Notch激活减少。这与DSL N-聚糖突变体N217A形成对比，后者则对Notch激活无不利影响。C2 N-聚糖突变体也显示可以导致JAG1与脂质体的结合减少。这些数据表明了N-聚糖具有促进JAG1功能所需的与脂质结合构象的功能。

3.2.3 配体DSL结构域/EGF结构域/CRD

体外重折叠的DSL-EGF3 JAG1片段的X射线晶体结构，以及随后的JAG1 C2-EGF3结构测定（从HEK293S细胞纯化得到），表明DSL结构域由双链反平行β片层组成，让人联想到位于C端二硫键环之前的EGF结构域折叠[图4（a）] [32,65]。然而，DSL具有不同的二硫键模式（C1-C2、C3-C4、C5-C6），这表明它可能是由两个串联的短EGF结构域截断演化而来的[32]。DSL的表面环已被发现包含高度保守的带电氨基酸簇，周围是两个芳香族残基，这对Notch结合至关重要[32]。果蝇Serrate结构信息功能分析证明，不管是反式激活还是顺式抑制，都必须有与Notch结合的环残基，这说明同一个DSL表面参与这两种类型的相互作用[32]。两个配体家族都有不同数量的EGF结构域（图2）。与DSL结构域相邻的两个非cbEGF结构域EGF1和EGF2具有促进Notch结合的作用[70‒71]。结构数据表明，这些结构域是一个高度截断的EGF折叠版本（称为DOS结构域）[图4（a）]，没有典型的二级结构，并且与其他类EGF结构域的结构同源性更远。相反，EGF3具有更经典的折叠，带有中心β-发夹。2015年获得的DLL1胞外域完整结构[69]展现出延展的构象，并显示了其中八个EGF域中六个的电子密度[图4（e）]。该结构包含了线性排列的N端C2结构域、与受体结合的DSL结构域和前四个类EGF结构域（均为非钙结合结构域）。DLL1和JAG1的C2-EGF2区域高度重叠，这表明这些结构域在溶液中均采用刚性和线性排列。尽管缺乏钙结合位点，EGF3和EGF4都具有典型的EGF折叠，并且实际上是直线型排列的，与NOTCH1的EGF12和EGF13一样。在DLL1中，EGF4-5之间的界面是弯曲的，导致了大约90°的弯折（让人联想到NOTCH1的EGF5和EGF6），同时之后的EGF5和EGF6两个结构域呈直线型排列[图4（e）]。EGF7和EGF8在此结构中不可见。这项研究再次强调了预测EGF结构域界面及其对受体/配体结构影响的难度。

Jagged/Serrate-特异性CRD位于EGF结构域和跨膜域之间，与血管性血友病因子类C型结构域具有部分同源性[72]。该区域的高分辨率结构尚未确定，但敲除非洲爪蟾Serrate中的CRD会到导致原代神经元细胞中N-微管蛋白通过Notch/Su(H)信号通路异常表达，说明此近膜区域对激活Serrate介导的Notch信号传导和调节非洲爪蟾胚胎的神经形成具有重要作用[73]。

虽然在确定Notch配体内部关键功能域的结构方面已经取得了进展，但仍然缺乏足够信息。DLL1结构提供了目前已知的最完整的配体结构图，但由于缺乏有关近膜端两个EGF结构域的数据，对我们了解DLL1在细胞表面的ECD造成了限制。此外，还需要更多的Jagged EGF结构域和近膜端CRD的信息。总体来说，了解配体和受体的整体膜蛋白构成的完整结构将有助于我们理解顺式和反式相互作用的分子机制。

3.3 Notch受体/配体复合物

两项开创性研究鉴定出DLL4和Jag1 N端片段与Notch1 LBR片段（分别是EGF11-13和EGF8-12）组成复合物，如图5（a）所示[10]，为这种重要的相互作用提供了新的见解，并证实了之前许多先前实验观察的结果[10‒11]。使用亲和力成熟技术，从而克服观察到的配体和受体之间的低亲和力结合的问题，可以实现每个复合物的结晶化。每个配体的更高亲和力形式的体外进化，使得复合物的纯化和共结晶更加容易。第一个被确定的复合物是大鼠Notch1 EGF11-13与DLL4的复合物[11]。该结构的关键发现包括晶体内受体/配体片段的反平行排列，进而表明，这个复合物无论对于顺式还是反式相互作用，都可以构成其基础。沿纵轴观察到两个核心相互作用位点，其中C2和DSL结构域分别在位点1和2与EGF12和EGF11结合。对受体/配体界面进行分析，验证了以前从诱变和结构研究中鉴定出的关键残基的作用，并直接表明了特定O-聚糖在界面形成中的重要性，特别是Notch EGF12的Thr466上的O-岩藻糖修饰。界面中由蛋白O-葡萄糖基转移酶2（POGLUT2）和POGLUT3添加的葡萄糖也被确认与Notch EGF11内的丝氨酸残基相连，但这并非已知的共有序列[参见第4.2节，图5（b）]。继对DLL4研究之后，也对Jag1与Notch EGF8-12较长片段的复合物进行了结构测定，如图5（a）所示[10]。这个结构也显示出相同的反平行排列以及位点1和2的保守性，但另外显示，Jag1的EGF3和Notch的EGF8之间有第三个接触位点，其中有一个保守的缬氨酸埋藏在界面中。这解释了在果蝇筛选试验中发现的Notchjigsaw 突变V361M的功能效应，该效应选择性地影响Serrate依赖型Notch激活作用，并减少Notch结合[74]。Jag1与较长Notch片段EGF8-12的结晶化进一步强调了O-岩藻糖在界面维护中的直接作用，它在第三个接触位点以及位点1上发挥作用。Notch1 EGF8 Thr311的O-岩藻糖修饰显示与Jag1 EGF3 Asn298的侧链形成氢键。有趣的是，Jag1 EGF3 Thr311的O-岩藻糖修饰与Notch1 EGF8的His313形成范德华接触，表明配体的O-糖基化对受体/配体结合界面也有帮助作用。

3.3.1 创造更高亲和力形式的DLL4的合成生物学方法

虽然Jag1 EGF3和Notch1 EGF8之间的额外结合界面（位点3）被证明对Jag1/Notch1相互作用有很大贡献[10]，但该位点对DLL4/Notch1相互作用的影响很小[11]。然而，通过使用定向位点突变体文库选择重演Jag1和Notch1之间位点3相互作用的DLL4变体，开发出了DLL4的更高结合亲和力版本[称为“DLL4.v2”（N-EGF5）]，该版本表现出更强的信号传导能力[75]。有趣的是，更高亲和力DLL4变体的生成为研究亲和力增强机制也提供了更多的见解。在Jag1/Notch1复合物中，DLL4.v2取代的结构分析表明，其中三个（N257P、T271L、Q305P）通过改善结合界面处的疏水堆积来增强亲和力，而另外两个（F280Y和S301R）则可能是通过DLL4整体折叠的稳定性（F280Y）或在DLL4和Notch1之间引入额外的接触（S301R）而起作用。此外，在将DLL4.v2（包含结构引导位点3的变化）与之前报道的亲和力增强取代变异相结合时[11]，合成的DeltaMAX配体经过工程改造，具有最大的结合亲和力，比野生型人类DLL4配体高500至1000倍[75]。亲和力成熟的Notch配体DeltaMAX不仅表现出更高的信号传导效力，使其能够刺激人类CD8+ T细胞增殖和效应标记物表达增加，而且当作为可溶性诱饵施用时，还可以作为Notch特异性抑制剂而发挥作用。

3.3.2 有助于确定细胞外受体/配体相互作用的新方法

交联质谱（XL-MS）技术利用以赖氨酸为靶标的PhoX试剂，最近已被用于识别以前未检测到的由受体/配体ECD介导的分子内和分子间相互作用，如图5（c）所示[46]。Jag1的三个区域（C2-EGF3、EGF10和CRD）被识别出与近膜端Notch1 EGF29-NRR有接触。在本研究中，未发现配体和受体的已知核心相互作用区域之间有相互作用，但这是因为赖氨酸残基被掩埋在界面内，和（或）由于可能会阻止交联反应的O-聚糖的存在。随后，通过有限片段的表面等离子共振（SPR）和微热泳（MST）研究，证明Notch1 NRR和Jag1 C2-EGF3之间存在高/中等亲和力（K d = 0.6 μmol∙L‒1）的特异性相互作用，而对于较大的EGF33-NRR片段，仅Jag1 EGF8‒11和CRD片段观察到低亲和力位点[图5（c）]。通过XL-MS观察到Jag1区域C2-EGF1、EGF5‒6、EGF9‒12和CRD之间的分子内相互作用，通过相互作用定量测定证实了C2-EGF3和EGF8‒11和CRD之间的弱结合。Notch EGF8‒13和EGF33-NRR片段也观察到低亲和力相互作用。鉴于ECD构建体的SAXS数据表明了灵活性，再加上这些交联和相互作用数据，作者认为，核心受体/配体结合区（LBR）之间观察到的相互作用之外，受体/配体的ECD相互作用可能更多。但是，这些数据需要在功能性Notch激活测定中进行测试，才能评估其生理重要性。

4 O-糖基化——糖化Notch信号

果蝇Fringe（Fng）[76]及其哺乳动物同源物[77‒78]的发现，首先表明糖基转移酶是Notch信号通路的重要组成部分，具有调节受体/配体相互作用的潜力。之前已鉴定出三种主要类型的O-连接聚糖，分别是O-岩藻糖、O-葡萄糖和O-连接的N-乙酰葡糖胺（O-GlcNAc）。这些单糖修饰通过ER中不同的酶加入到EGF结构域中，并且可以在高尔基体中延长。通过糖蛋白组学对整个Notch ECD中的O-聚糖绘图，图片显示，每种修饰酶都与特定的共有序列相关，并且添加的O-聚糖具有不同的作用[83‒84]，如图5（b）和（d）所示[45,79-82]。

4.1 O-岩藻糖基化

O-岩藻糖通过蛋白O-岩藻糖基转移酶1（哺乳动物中的POFUT1，果蝇中的O-fut1）添加到大多数小鼠和dNotch EGF结构域内的共有位点C2-X4‒5-(S/T)-C3上[图5（b）和（d）] [85‒87]。O-岩藻糖可以通过增加了GlcNAc残基的Fng延伸。果蝇中有一种Fng，但在哺乳动物中有三个同源物，称为manic（MFNG）、radical（RFNG）和lunatic Fng（LFNG）[88‒89]。GlcNAc-岩藻糖-O-二糖可以通过另外两种不同的酶在哺乳动物中进一步延伸为三糖和四糖[87]。在关于果蝇翅膀发育的早期研究中，已经意识到O-聚糖修饰的功能重要性[76]，其中Fng对Notch的修饰可以调节Serrate和Delta活性，从而帮助定义翅缘的边界细胞。体内实验和细胞实验让我们进一步了解了Fng的顺式抑制作用，这些实验表明Fng活性降低会导致Notch和Serrate之间的顺式相互作用增加，同时导致Notch和Delta之间的顺式相互作用减少，以此调节各种情况下配体的反式活性[90]。此外，Notch EGF8和EGF12上的Fng修饰缺失，会导致Serrate的顺式抑制增加[91]。哺乳动物中的情况更加复杂，LFNG和MFNG通过修饰EGF6和EGF36中的位点，以抑制由JAG1介导的NOTCH1激活，而这三个Fng都通过修饰EGF8和EGF12来增强由DLL1介导的激活[92]。对于其中一些效应的分子机制的深入理解，是基于对已定义的修饰过的蛋白片段的分析。细胞和分子测定显示，体外O-岩藻糖基化的NOTCH1 EGF11-13对JAG1和DLL1 N端片段的亲和力在经过Fng修饰后增加，而对DLL4的亲和力在进一步修饰之前就已经明显更高，并且在修饰之后没有进一步提高[45]。Notch/配体复合物的后续结构测定表明，位点1和2两处的DLL4/Notch界面面积大于Jag1/Notch1的界面面积，而O-岩藻糖修饰直接有助于在两个配体与Notch的复合物中的位点1形成界面，Jag1/Notch1中的位点3也与O-岩藻糖相互作用有关[10‒11]。有趣的是，O-岩藻糖类似物被合成并添加到Notch EGF上后，对Delta诱导的Notch信号传导有抑制作用，但不抑制Jagged诱导的Notch信号传导，从而体现了配体的特异性差异[93]。总的来说，在理解顺式和反式Notch配体的相互作用，以及O-糖基化如何发挥调节作用的研究中，这些数据表明了已经取得的进展和需要面对的挑战。

4.2 O-葡萄糖基化

O-葡萄糖通过哺乳动物中的POGLUT1和果蝇中的Rumi添加到EGF结构域的共有基序C1-X-S-X-(P/A)-C2中，如图5（b）和（d）所示[94‒95]。与POFUT1不同的是（POFUT1可以同时靶向丝氨酸和苏氨酸），POGLUT1只能将O-葡萄糖添加到丝氨酸上[96‒99]。除了POGLUT1之外，还有两种哺乳动物O-葡萄糖基转移酶同源物，即POGLUT2和POGLUT3（以前称为KDELC1和KDELC2），它们具有自己独特的共有基序，并且据报道，仅可葡萄糖基化Notch1 EGF11和Notch3 EGF10[79,100]。Notch EGF上的O-葡萄糖单糖可以通过葡萄糖苷木糖基转移酶（即哺乳动物中的GXYLT1/2，果蝇中的Shams）和木糖苷木糖基转移酶（即哺乳动物中的XXYLT1，果蝇中的Xxylt）进行延伸。然而，虽然小鼠Notch1中的大多数Poglut1靶位点被延长为三糖形式[98]，但木糖基化仅发生在部分葡萄糖基化的果蝇Notch EGF上[101‒102]。O-岩藻糖基化和Fng延伸直接调节受体/配体相互作用，与之不同，有研究指出O-葡萄糖基化是在配体结合下游、S2裂解上游或S2裂解中发挥作用[94,103‒104]。对果蝇的研究表明，缺乏Notch O-葡萄糖基化会导致Notch信号传导温度敏感性的丧失，但不会影响Notch在细胞表面的表达水平[94,104‒105]或其与配体的结合能力[94,106]。另一方面，果蝇S2细胞不管是在敲除Rumi还是Kuzbanian/ADAM10之后，均表现出相同的异常Notch裂解模式[94,107]，这说明，Notch的O-葡萄糖修饰在调节S2裂解方面发挥着关键作用，且O-葡萄糖修饰在配体结合和施加机械力之前帮助Notch膜外域（NECD）维持其自抑制构象，并以此发挥调节作用[104,108]。在Poglut1‒/‒ 小鼠模型[103,106,109‒111]以及相应的小鼠和人类细胞系[103,112‒113]中也得到了类似的观察结果。令人惊讶的是，在受体/配体复合物的结构中，Notch的共有O-葡萄糖修饰对结合界面并没有直接影响，而是位于更外围。有一个例外：Notch EGF11的Ser345上的非共有葡萄糖修饰被发现位于DLL4/Notch的界面中，有调节结合作用的潜力[11,80]。作者提出，O-葡萄糖修饰可能会阻止Notch内的疏水位点聚集（可能发生在受体聚集之后），从而促进膜上的蛋白酶对Notch的裂解。这或许可以解释为什么在敲除Poglut1的HEK293T细胞中观察到的Notch1的蛋白运输缺陷[39]。

4.3 O-GlcNAc糖基化

O-GlcNAc通过EGF结构域特异性O-连接的GlcNAc转移酶（EOGT）添加到共有序列C5-X-X-G-X-(S/T)-G-X-X-C6中，如图5（b）和（d）所示[114‒115]。质谱数据表明，果蝇Notch中18个O-GlcNAc共有位点只有5个被有效修饰[101]，而小鼠Notch1中的17个共有位点大多数都被修饰，并且其中一部分修饰被延长[116‒118]。在果蝇翼中敲除Eogt可增强翼中Notch信号传导[119]，而敲除Eogt的小鼠则不会表现出明显的形态异常，这与Notch信号传导减弱的表型（轻微缺陷）相似[120‒121]。此外，EOGT功能丧失突变仅与Notch1-DLL1/DLL4结合和信号传导减少有关[121]。在Jag1/Notch1结构中发现了GlcNAc对Notch EGF11的直接修饰，但与大多数其他O-葡萄糖修饰一样，对结合界面没有影响[10]。这些数据表明，这种修饰有更加微妙的作用。

4.4 Notch配体O-糖基化

与Notch受体相比，Notch配体的糖基化研究较少。结构和质谱分析已确定了Notch配体上的O-聚糖，并且许多配体EGF结构域包含用于修饰的共有序列[10‒11,122]。Jag1/Notch1共晶结构显示了配体O-岩藻糖修饰在Notch1 EGF8-Jag1 EGF3界面中的重要性[10]。果蝇Serrate和哺乳动物Jag1的O-岩藻糖修饰均可被Fng延伸[122]，而且Serrate是Eogt添加O-GlcNAc修饰的底物[119]。Jag1的胞外结构域上还有四个O-葡萄糖基化位点，这几个位点在C57BL/6小鼠模型中均被Poglut1有效修饰[123]。然而，研究表明，与Notch受体不同，在细胞实验中配体O-岩藻糖类似物的修饰不会影响Notch活性[93]。有趣的是，在Jag1杂合的小鼠模型中，去除单个Rumi等位基因抑制了胆管发育的缺陷，这说明O-葡萄糖基化减少与Jag1水平降低相互抵消[123]。

5 机械力

在果蝇中进行的许多实验表明，Notch激活依赖机械力。可溶性配体ECD或缺少尾部的ECD是信号传导抑制剂[124‒125]，而我们已知的参与内吞作用的成分的功能丧失表型与Notch信号传导缺陷表型相似[126‒127]。随着NRR结构的出现，通过对信号发送细胞内配体ECD的观察，结合早期的基因实验，共同表明机械传感机制伴随由配体的内吞作用所产生的拉力在Notch激活中发挥作用。

5.1 配体内吞作用

配体内吞作用是通过细胞内配体尾部的泛素化而启动的——由E3泛素连接酶执行，如在模式生物果蝇和非洲爪蟾中发现的Neuralized（Neur）和Mind bomb（Mib）（图1）[128‒130]。Mib的哺乳动物同源物MIB1作用于所有配体，并且似乎是泛素化的主要参与者，而Neur的同源物确实存在。一旦DSL配体发生泛素化，修饰后的蛋白质就会被Epsin识别[121‒133]，它与网格蛋白相互作用形成网格蛋白包被小窝。形成的内陷可能由缢断蛋白（dynamin）掐断而形成内吞囊泡，因为研究已证实缢断蛋白在Delta内吞作用中发挥作用，并且在携带果蝇网格蛋白突变的（shibire）果蝇翼盘细胞中，Serrate依赖型Notch跨细胞内吞减少[127,134‒138]。

虽然许多研究已确定配体内吞作用是受体激活所需拉力的来源，但其他研究表明信号接收细胞可能也发挥重要作用，有人提出，Deltex E3泛素连接酶4（DTX-4）的Notch泛素化以及双侧内吞作用，发生在ADAM蛋白酶S2裂解之前[139‒140]。需要进一步的研究来了解这些不同因素的相对贡献以及它们可能出现的组织/细胞类型。

5.2 捕捉键生成

张力测量（TGT）实验用于证明Jag1和DLL4/受体复合物具有捕捉键特性，该特性是由施加机械力引起的结构域交界面的变化所介导的[10]。Jag1/Notch复合物的高分辨率结构数据将C2-DSL分子内界面识别为潜在的拐点，并且在独立的配体结构中观察到不同的结构域排列[7]。这些数据有助于合理解释在很多研究中都观察到的，配体和受体之间相对较弱的相互作用是如何导致施加拉力时NRR裂解反应。在捕捉键衔接之前，O-糖基化、脂质结合和聚集作用等因素可加强受体/配体之间的亲和力或辅助复合物最初的形成。这些因素可能是在许多不同的时间和空间生理条件下促进Notch信号产生所必需的。

6 来自遗传性疾病的启示

和许多多细胞生物的核心通路一样，很多遗传性疾病均与Notch通路有关（表2和图6 [141‒165]）。从生化角度分析遗传性疾病有助于解释旁系同源受体/配体的作用，这些旁系同源受体/配体通常表现出组织特异性和发育阶段特异性的表达。此外，在特定疾病[见下文Alagille综合征（ALGS）和Adams-Oliver综合征（AOS）]的突变谱内可能发现特定的受体-配体配对。与功能获得或缺失相关的错义突变能突出蛋白结构中为功能区的重要作用，而产生无效等位基因的突变或无义突变介导的衰变则揭示了受体/配体数量的重要性。

6.1 皮质下梗死伴白质脑病的常染色体显性遗传脑动脉病（CADASIL）

NOTCH3常染色体显性突变与CADASIL有关（表2和图6）[157‒158]。CADASIL是最常见的遗传性脑小动脉病之一，其特征是中年无血管危险因素的多发性卒中、偏头痛和血管性痴呆。尽管发现了一些非典型变体，但大多数致病性突变与半胱氨酸的数量变化有关，通过碱基替换或产生额外的半胱氨酸来稳定EGF的折叠（图6）[157,166]。据推测，这可能导致在紧贴平滑肌细胞表面的细胞外空隙中存在受体错误折叠以及由NOTCH3细胞外结构域（ECD）构成的颗粒状嗜锇物质（GOM）的沉积[166]。这种不溶性物质导致血管壁增厚以及脑动脉血流量减少[166]。使用神经成像可以观察到患者分布广泛的白质异常。尽管详细的病理机制尚不清楚，但细胞实验和转基因小鼠实验已进一步显示了CADASIL突变导致积累的NOTCH3增加[167‒169]。最近，在欧洲和日本的确诊患者中，发现影响N端Notch EGF1‒6结构域的致病变体与更严重的CADASIL表型的相关性显著高于EGF7‒34的致病变体[159,170]。众所周知，影响EGF样结构域和相关富含二硫键结构域的错义突变可能通过影响这些结构域的分泌途径，产生截然不同的结果，这表明了个体结构域的特性，以及引入的突变类型会影响它们的最终结果[171]。

6.2 二叶式主动脉瓣（BAV）疾病

BAV疾病患者主动脉的强度和大小异常，因而导致胸主动脉瘤（TAA）和急性主动脉夹层形成的风险较高。在家族性和散发病例中已发现NOTCH1的无义、错义和移码突变（表2和图 6）[141,172]。这些突变会导致主动脉瓣发生早期发育缺陷和后期的钙沉积，通常表现为单倍剂量不足机制，且呈常染色体显性遗传[172‒173]。在BAV患者体内发现，Notch信号通路组分（包括Notch受体和下游转录调节因子）在信使核糖核酸（mRNA）水平上呈降低趋势[174]。在BAV疾病中，神经嵴分化的血管平滑肌细胞（VSMC）中NOTCH1突变可迫使VSMC凋亡，导致细胞外基质（ECM）被破坏和主动脉壁无力，同时有助于形成VSMC收缩表型，这表明细胞分化而无法上调ECM基因的表达[173]。虽然NOTCH1突变与BAV疾病引起的非综合征性TAA有关，但最近的一项研究在三叶式主动脉瓣（TAV）患者的TAA中发现了两个NOTCH1突变，表明在没有BAV疾病的情况下，NOTCH1的单倍剂量不足可能是TAA的致病因素之一（图6）[147]。

6.3 Alagille综合征（ALGS）/肝外胆道闭锁（EHBA）/法洛四联症（ToF）/腓骨肌萎缩症2型（CMT2）

ALGS是一种常染色体显性遗传疾病，94%的确诊病例是由JAG1突变引起的[151,175‒178]，少数病例是由NOTCH2突变引起的（表2和图6）[151‒152]。ALGS患者通常有各种发育障碍，如胆管缺乏、心血管缺陷、骨骼异常和肝病[179‒180]。在ALGS中，移码、无义和剪接位点突变均有报道，这表明单倍剂量不足是其显性遗传致病的主要机制。在ALGS患者中还发现了错义突变和基因缺失，但频率较低。许多错义突变通过改变JAG1 C2结构域的疏水核心中的残基来破坏结构域，致使结构域的错误折叠及细胞表面JAG1的单倍剂量不足[65]。通过研究ALGS，我们发现Notch信号通路不仅参与肝脏的发育和修复、胆道和胆管的发育，还参与血管、心脏、肺和肾脏的发育[181‒183]。

少量JAG1错义突变会引起一种单独的疾病，即肝外胆道闭锁（EHBA）（表2和图6）。EHBA是一种新生儿肝病，患者的肝门和十二指肠之间的胆管发生部分或全部缺失[184]。其中有两种变体会影响与脂质结合相关的JAG1 C2结构域的环β1‒2结构，导致能正常折叠型JAG1的产生，但在互补荧光素酶报道细胞系中激活Notch的能力较低[7]。体外试验表明，这些变体与脂质结合的能力下降，与Notch结合的能力不受影响，表明肝外胆管发育对JAG1与细胞膜的相互作用特别敏感[7]。此外，JAG1的EGF2中一种独特的错义突变（p.Gly274Asp）与一种ToF表型相关，该表型是最常见形式的复杂性先天心脏畸形，涉及室间隔缺损、主动脉右移位和右心室肥厚疾病。体外实验表明，这种错义突变会影响EGF2的天然折叠，并导致JAG1部分滞留在细胞内[185‒187]。这种相对轻微的定量缺陷与单倍剂量不足无关，也许可以解释为什么这种变体表现为一种单独的疾病，而不是与ALGS相关的更复杂的表型。

最近，在常染色体显性遗传性周围神经病变患者（特别是CMT2患者）中发现了影响JAG1 EGF结构域的突变（表2和图6）[188]。JAG1中的两种丝氨酸替代物质（p.Ser577Arg和p.Ser650Pro）似乎影响其细胞表面表达，并且表现出内质网（ER）滞留。利用成簇规律间隔的短回文重复序列（CRISPR）及其相关蛋白9（Cas9）基因编辑技术建立了这些变体的小鼠模型，杂合子表现出轻度周围神经病变，而纯合子在妊娠中期具有胚胎致死性。然而，这些变体转运缺陷的确切原因尚不确定，这些错义突变导致神经病变的原因也不清楚。Ser650Pro会影响一个保守残基，其骨架羰基可能在一些cbEGF结构域中为Ca2+提供配体[189]。

6.4 先天性肌营养不良（CMD）和JAG2

最近已有研究证明JAG2的突变与罕见的CMD有关，CMD是一种遗传性疾病，会导致进行性骨骼肌无力（表2和图6）[190]。最初的研究包括来自13个家族的23个个体组成的一个国际化的队列，通过全外显子组测序，鉴定了其中15个不同的JAG2突变，包括十个错义突变、两个移码突变、一个无义突变、一个框内缺失突变以及一个包含JAG2的较大缺失突变[190]。通过对JAG2结构进行计算机分析，结果表明许多影响C2、DSL结构域和EGF结构域的JAG2错义突变可能导致结构变化和蛋白质错误折叠[190]。不同寻常的是，相较于其他对细胞表面表达的Notch配体影响型遗传性疾病，该疾病表现为隐性遗传，表明JAG2不易受到基因剂量影响。这一情况的原因尚不清楚，但观察到的DLL3也是如此，该基因突变会导致脊椎肋骨发育不全（SD）[191‒193]。

6.5 AOS、NOTCH1和DLL4

NOTCH1和DLL4基因突变与常染色体显性遗传的AOS有关，AOS是一种罕见的遗传病，患者出生时出现皮肤发育异常和肢体缺陷（表2和图6）[194‒195]。诊断依据为远端肢体短缩畸形、皮肤缺损或有瘢痕、颅骨薄或部分缺损以及心血管异常。其他Notch通路相关基因也可能导致AOS，尤其是RBPJ（显性）和EOGT（隐性）。报道过的DLL4突变类型包括无义突变、移码突变和错义突变，没有发现突变高发区域（表2和图6）[148,195‒197]。若干DLL4错义突变分子机制的研究，可为其丧失功能的机理提供支持。这些突变包括C2结构域中的p.Gly28Arg（配体/受体结合部位）[197]、p.Ala121Pro（疏水内核的β5链）以及DSL残基p.Arg186Cys（配体/受体结合部位）[195]。取决于替代碱基的性质，后两种变体可能导致错误折叠和数量缺陷。引起AOS的NOTCH1突变包括无义突变、移码突变和错义突变[148‒149]，更有趣的是，其中一些突变与BAV疾病的症状有关。导致BAV疾病或AOS的NOTCH1突变在性质上没有明显差异，表明这些表型的分化需要额外的遗传修饰和（或）环境条件[150]。在受体/配体复合物结构测定后，特别值得注意的是AOS错义突变包括配体结合区（LBR）中的p.Pro407Arg、p.Arg448Gln、p.Cys449Arg和p.Cys456Tyr，然而脯氨酸和半胱氨酸残基的碱基替换可能导致EGF结构域错误折叠，并可能导致细胞滞留[149]。无论是哪种类型的显性遗传机制，这些突变都是功能丧失突变。AOS症状的表型强调了NOTCH1和DLL4在血管系统和骨骼形成中的重要作用。

6.6 SD和DLL3

SD是一种脊椎节段异常综合征，其特征是肋骨融合和缺失、半椎骨和椎骨缺失而导致的躯干缩短。大多数病例是由DLL3突变引起的，为常染色体隐性遗传，也有一些病例是由其他Notch信号通路相关基因突变引起的，如糖基转移酶lunatic Fng（LFNG）、HES7和中胚层后方同源物2（MESP2）（表2和图6）[198]。DLL3中的SD错义突变分布在C2、DSL和EGF结构域，没有特别的突变集中区域[193,198]。除了脊椎和肋骨畸形外，与DLL3突变相关的SD患者在临床上还表现出呼吸道感染的表型[198‒199]。对X射线诱导的小鼠突变体pudgy（pu）进行分子和细胞水平分析，结果表明，DLL3的突变改变了分节时钟相关基因的表达，包括LFNG、HES1和HES5[199]。通过研究小鼠胚胎喙端中胚层和人源细胞系，研究人员发现在晚期内涵体和降解型的溶酶体中，DLL3通过与NOTCH1共定位来发挥作用，从而改变Notch1在体节发生过程中的运输和转运过程[23]。

6.7 Notch糖基化相关疾病的启示

研究影响O-糖基化修饰过程的基因突变有助于了解这类修饰对Notch信号传导的重要性（表2）。尽管其他含有EGF结构域的蛋白质也充当Notch相关糖基转移酶的底物，但在许多情况下，对细胞产生的显著影响在很大程度上均取决于Notch信号通路[200]。

道林-德戈斯病（DDD）是一种发病较晚的常染色体显性遗传色素沉着疾病，患者体内出现了影响蛋白质O-岩藻糖基转移酶1（POFUT1）和蛋白质O-葡萄糖基转移酶1（POGLUT1）的无义突变、移码突变和错义突变，表明黑素体转移以及黑素细胞和角质形成细胞分化对这些糖基化修饰有着特殊的要求[201]。在DDD研究中，所有已报道的错义突变都位于酶活性位点附近，并被体外实验测定证实，这些错义突变减弱了Notch的激活[202‒204]。POGLUT1中的另一个错义突变被发现会引起一种罕见的常染色体隐性遗传的肢带型肌营养不良，是由Notch介导的肌肉特异性成体干细胞（卫星细胞）的丧失而导致[38,110]。LFNG基因突变可引起常染色体隐性遗传的SD疾病，其特征是脊椎和肋骨发育异常。使用细胞共培养系统，科学家证明了LFNG致病变体不能通过DLL1调控Notch的激活，而野生型（WT）LFNG增强了Notch的激活。这些数据证实了LFNG调节的Notch信号传导在骨骼形成中的重要作用[191‒192]。近年来，人们还发现了一种常染色体隐性遗传的EOGT缺陷会导致AOS（常见病例由显性遗传的NOTCH1或DLL4基因突变所致）[205]。这些遗传性疾病强调了聚糖修饰在Notch信号传导功能方面的重要性，且一些种类的细胞对上述缺陷较其他种类细胞更为敏感。

6.8 来自癌症机制的启示

6.8.1 Notch作为致癌基因的作用

作为关键的生长和体内平衡的调节因子，Notch信号通路异常传导已被证明与多类癌症的发生有关（表3 [206‒235]）[236]。NOTCH在急性T淋巴细胞白血病（T-ALL）、结直肠癌、乳腺癌、卵巢癌、前列腺癌、脾边缘区淋巴瘤、肺腺癌、肝癌、腺样囊性癌和神经胶质瘤中发挥着致癌作用，其中异常的NOTCH活性往往与预后不良、总体生存率和无复发生存率较低有关（表3）[206,224‒225,237‒253]。虽然NOTCH活性的上调可由受体/配体的组成性表达引起，但在多类癌症中检测到NOTCH的激活突变。对这些激活突变的研究有助于了解NOTCH的致癌机制[236]。在少数T-ALL病例中发现的t(7;9)(q34;q34.3)染色体易位可产生缺少NRR区域的截短型NOTCH1，该截短型NOTCH1会迅速发生蛋白水解以释放Notch细胞内结构域（NICD），从而上调Notch信号传导[254]。

直接影响NOTCH1的NRR的错义突变（图3）在T-ALL中最为常见。在测定突变区域的结构之后可以对其功能获得机制作出解释。错义突变可能增强NOTCH异二聚化结构域（HD）内两条多肽链的解离，从而导致S2切割位点的暴露，或者通过破坏NRR的自动抑制状态，在不改变异二聚体的稳定性的情况下，暴露S2切割位点[255]。除了T-ALL和相关的血液系统癌症外，在三阴乳腺癌和腺样囊性癌中也发现了破坏NRR的突变，导致了NOTCH组成性表达[206,222‒223,237,256]。尽管不是本综述的重点，但是破坏NOTCH细胞内富含脯氨酸/谷氨酸/丝氨酸/苏氨酸的基序（PEST）结构域的致癌突变与多种癌症有关。这些突变可能阻碍磷酸化PEST结构域的正常识别以及随后由E3泛素连接酶（如FBXW7）介导的NICD降解，从而增加NICD的半衰期和积累[206,217,219,222‒223,237,257]。

6.8.2 Notch作为肿瘤抑制因子

若干研究显示在多种鳞状细胞癌（SCC）（包括头颈部和食道鳞状细胞癌）中，Notch是一种肿瘤抑制基因（表3）[227,258‒262]。突变分析发现，功能丧失突变主要发生在NOTCH1中，但也会发生在NOTCH2和NOTCH3中。这些突变可能是无义突变、移码突变或错义突变，会影响已知具有重要功能的区域，包括LBR区域[227‒228,259,263]。有趣的是，测序发现在正常人类衰老食管样本中存在NOTCH1功能丧失突变（表3）[264]。对正常小鼠食管的分析重现了这些数据，并表明携带Notch1杂合或双等位基因突变的细胞相对于表达WT Notch的细胞更具竞争优势。作者使用癌变模型进一步证明，与正常组织相比，Notch1突变在肿瘤上皮细胞中更不常见，并且Notch1缺失会抑制肿瘤生长，产生的结果与抗Notch1治疗相同。因此，在这一系统中，Notch的丧失反而具有保护作用，并提出了使用NOTCH1抑制剂作为预防食道鳞状细胞癌的潜在治疗方法[265]。关于先前Notch突变与食道鳞状细胞癌的关联，可能有两种解释。一种是发现的突变实际上并不致瘤，而是来自正常组织；另一种是包括NOTCH1突变在内的多个基因组变化共同导致了转化。至少在食道鳞状细胞癌分析中，NOTCH1作为肿瘤抑制基因的作用值得进一步的分析。

6.8.3 癌症相关突变

癌症体细胞突变目录（COSMIC）和美国国家癌症研究所（NCI）的基因组数据共享（GDC）等数据库确定了在各种癌症类型中发现的序列变异。对报道细胞的分析实验显示，携带影响C2结构域突变的JAG1突变体主要显示为功能丧失分子表型，并在β5-6环上发现了一种在Jagged/Serrate家族中高度保守的、具有重要功能的N聚糖[14]。一项关于癌症相关NOTCH1 O-岩藻糖基化突变体的研究同时发现了功能丧失和功能获得表型[81]。在Notch发挥肿瘤抑制作用的癌症中，NOTCH1突变，如EGF8中的G310R和T311P以及EGF9中的G347S和T349P，减少了O-岩藻糖基化，降低了细胞表面NOTCH1的数量，并且降低了配体诱导的Notch活性，表明Notch的糖基化可能有助于Notch向细胞膜转运。相比之下，G309R会减少EGF8 O-岩藻糖基化，但是不影响细胞表面的Notch水平，并且通过不明机制大幅提升配体诱导的Notch活性。另一方面，EGF10中的N386T和EGF12中的D464N都增加了（扩展的）LBR区域的O-岩藻糖基化，但对Notch信号传导具有抑制作用。这些研究有助于我们理解在细胞中积累的单个NOTCH/配体突变的机制影响。未来的一项关键挑战是了解这种变化对细胞谱系和转化的影响。除了改变O-糖基化的氨基酸残基的特异性NOTCH错义突变外，负责O-糖基化的酶表达的变化也与多种癌症有关，包括神经胶质瘤、T细胞淋巴瘤、乳腺癌、T-ALL、急性髓细胞白血病、胰腺导管腺癌和慢性淋巴细胞白血病[266‒274]。

7 Notch信号通路的靶向药物和天然产物

由于异常的Notch信号传导导致了种类繁多的人类疾病，该通路的靶向药物已引起了广泛关注。这些试剂包括γ-分泌酶抑制剂（GSI）、单克隆抗体、抗体-药物偶联物（ADC）和微小核糖核酸治疗剂，这些研究大多侧重于肿瘤治疗[275‒276]。

在泛Notch通路抑制剂中，研究最为深入的是小分子化合物GSI，最初是为了阿尔茨海默病而开发，用于减少淀粉样蛋白β肽的产生。当其用作终身治疗方法时，由于患者出现严重不良事件，被中止了临床开发。由于更多的短期治疗方案可能适用于癌症，目前正在Notch相关的肿瘤中进行GSI的广泛研究[275‒276]，并已在治疗晚期实体瘤、硬纤维瘤和三阴乳腺癌中进行临床试验。由于GSI还阻断了90多种其他底物的生成，为了提高Notch通路靶向药物的特异性，单克隆抗体（mAb）已被研发。阻断Notch受体的mAb靶向结合两个已知具有重要功能的区域，即NRR和LBR[275]。同时靶向结合特定Notch配体的mAb也被开发出来。例如，DLL4 mAb已被检测用于控制肿瘤血管生成方面的可能性[277‒278]，同时用于乳腺癌治疗的JAG1中和mAb也已被研发[279]。近年来，新型ADC制剂已被研发用于提高具有细胞毒性化学物质的递送效率，如抗NOTCH3 ADC PF-06650808，在一期临床试验中已证明其可以安全地抑制肿瘤生长[280]。最近发现了一种有口服活性的新型小分子Notch信号传导抑制剂CB-103，它可破坏RBPJ-NICD转录复合物，这为靶向控制Notch信号通路提供了一种新的药理学策略[281]。在一期临床研究中，晚期肿瘤患者对CB-103的耐受性良好，目前其正在进行二期临床试验[282]。

天然产物及其衍生物也是药物开发的重要来源，尤其是用于癌症和传染病，已有报道发现了许多可以调节Notch信号通路的天然产物及其衍生物（表4）[283]。影响该通路的天然产物主要分为三类：GSI、受体调节剂和配体调节剂。已在植物和动物中均发现了能调节Notch通路的天然成分。例如，在临床前研究中，从中华大蟾蜍皮肤分泌物中提取的华蟾素通过抑制NOTCH1的表达，在体外和体内都表现出抗肿瘤活性[284]。除临床前研究外，一些正在进行临床试验的天然产物也表现出了Notch调节活性（表4）。例如，人参皂苷RG3，一种人参中的生物活性成分，可通过增加磷酸肌醇水平来调节脂筏中γ-分泌酶的活性[285]。已在表现出NOTCH1高表达的肝细胞癌患者身上联合经动脉化疗栓塞术（TACE）进行了测试[286]。数据显示，与单独采用TACE相比，联合用药改善了癌症患者的总生存时间[286]。天然产物仍是还未开发的潜在药物来源，具有更为传统的药物研发线路。同时，近年技术方法的发展，包括分析工具的改进、基因组编辑和微生物培养的进步，有助于基于天然产物的Notch靶向药物的开发[283]。

8 总结

对细胞外空间Notch激活和抑制机制的认识进展迅速，遗传性和获得性疾病与核心组分及其翻译后修饰的关联强调了不同组分在此信号通路传导的作用。随着结构、细胞和分子生物学工具的不断发展，确定了配体/受体复合物的特征，及这些特征在构成顺式和反式相互作用中可能发挥的重要作用，以及细胞如何解译不同Notch配体组合启动Notch信号。我们还需要深入了解配体和受体中的各类糖基化调节Notch信号输出的方式。该通路的基础研究有助于解读正常和肿瘤细胞系外显子组测序检测所显示的突变数据，从而深入了解Notch信号对细胞的不同影响。总之，这些数据最终将有助于推动药物开发和疾病的靶向治疗。由于Notch控制多种生理过程，所以安全、准确、有效地靶向调控Notch信号通路很具挑战性。在过去的二十年里，人们对靶向调控Notch通路的若干新方法进行了研究，这些研究可促进更多组合疗法的开发。近年来，有更多的天然产物被报道可以调节Notch信号传导，但其分子靶标的确切机制仍有待确定。探究这些天然产物是否可以进一步进行改造使其在局部更有效地发挥作用。如前所述，由于异常的Notch信号传导会导致多种疾病，因此开发Notch相关疗法有迫切需求。

参考文献

原文顺序 | 出版日期 | 本文引用
[1]

Gozlan O, Sprinzak D. Notch signaling in development and homeostasis. Development 2023;150(4):dev201138. . 10.1242/dev.201138
[2]

Duvall K, Crist L, Perl AJ, Pode Shakked N, Chaturvedi P, Kopan R. Revisiting the role of Notch in nephron segmentation confirms a role for proximal fate selection during mouse and human nephrogenesis. Development 2022;149(10):dev200446. . 10.1242/dev.200446
[3]

Seymour PA, Collin CA, Egeskov-Madsen AR, Jørgensen MC, Shimojo H, Imayoshi I, et al. Jag1 modulates an oscillatory Dll1-Notch-Hes1 signaling module to coordinate growth and fate of pancreatic progenitors. Dev Cell 2020;52(6):731‒47.e8. . 10.1016/j.devcel.2020.01.015
[4]

Porcheri C, Golan O, Calero-Nieto FJ, Thambyrajah R, Ruiz-Herguido C, Wang X, et al. Notch ligand Dll4 impairs cell recruitment to aortic clusters and limits blood stem cell generation. EMBO J 2020;39(8):e104270. . 10.15252/embj.2019104270
[5]

Kobia FM, Preusse K, Dai Q, Weaver N, Hass MR, Chaturvedi P, et al. Notch dimerization and gene dosage are important for normal heart development, intestinal stem cell maintenance, and splenic marginal zone B-cell homeostasis during mite infestation. PLoS Biol 2020;18(10):e3000850. . 10.1371/journal.pbio.3000850
[6]

Logeay R, Géminard C, Lassus P, Rodríguez-Vázquez M, Kantar D, HeronMilhavet L, et al. Mechanisms underlying the cooperation between loss of epithelial polarity and Notch signaling during neoplastic growth in Drosophila . Development 2022;149(3):dev200110. . 10.1242/dev.200110
[7]

Suckling RJ, Korona B, Whiteman P, Chillakuri C, Holt L, Handford PA, et al. Structural and functional dissection of the interplay between lipid and Notch binding by human Notch ligands. EMBO J 2017;36(15):2204‒15. . 10.15252/embj.201796632
[8]

Meng Y, Sanlidag S, Jensen SA, Burnap SA, Struwe WB, Larsen AH, et al. An N-glycan on the C2 domain of JAGGED1 is important for Notch activation. Sci Signal 2022;15(755):eabo3507. . 10.1126/scisignal.abo3507
[9]

Martins T, Meng Y, Korona B, Suckling R, Johnson S, Handford PA, et al. The conserved C2 phospholipid-binding domain in Delta contributes to robust Notch signalling. EMBO Rep 2021;22(10):e52729. . 10.15252/embr.202152729
[10]

Luca VC, Kim BC, Ge C, Kakuda S, Wu D, Roein-Peikar M, et al. Notch-Jagged complex structure implicates a catch bond in tuning ligand sensitivity. Science 2017;355(6331):1320‒4. . 10.1126/science.aaf9739
[11]

Luca VC, Jude KM, Pierce NW, Nachury MV, Fischer S, Garcia KC. Structural basis for Notch1 engagement of Delta-like 4. Science 2015;347 (6224):847‒53. . 10.1126/science.1261093
[12]

Bray SJ, Gomez-Lamarca M. Notch after cleavage. Curr Opin Cell Biol 2018;51:103‒9. . 10.1016/j.ceb.2017.12.008
[13]

Falo-Sanjuan J, Lammers NC, Garcia HG, Bray SJ. Enhancer priming enables fast and sustained transcriptional responses to Notch signaling. Dev Cell 2019;50(4):411‒25.e8. . 10.1016/j.devcel.2019.07.002
[14]

Kopan R, Ilagan MXG. The canonical Notch signaling pathway: unfolding the activation mechanism. Cell 2009;137(2):216‒33. . 10.1016/j.cell.2009.03.045
[15]

Oswald F, Kovall RA. CSL-associated corepressor and coactivator complexes. Adv Exp Med Biol 2018;1066:279‒95. . 10.1007/978-3-319-89512-3_14
[16]

Henrique D, Schweisguth F. Mechanisms of Notch signaling: a simple logic deployed in time and space. Development 2019;146(3):dev172148. . 10.1242/dev.172148
[17]

Sprinzak D, Blacklow SC. Biophysics of Notch signaling. Annu Rev Biophys 2021;50(1):157‒89. . 10.1146/annurev-biophys-101920-082204
[18]

De Celis JF, Bray S. Feed-back mechanisms affecting Notch activation at the dorsoventral boundary in the Drosophila wing. Development 1997;124 (17):3241‒51. . 10.1242/dev.124.17.3241
[19]

Sprinzak D, Lakhanpal A, Lebon L, Santat LA, Fontes ME, Anderson GA, et al. Cis-interactions between Notch and Delta generate mutually exclusive signalling states. Nature 2010;465(7294):86‒90. . 10.1038/nature08959
[20]

Del Gaudio F, Liu D, Lendahl U. Notch signalling in healthy and diseased vasculature. Open Biol 2022;12(4):220004. . 10.1098/rsob.220004
[21]

Troost T, Binshtok U, Sprinzak D, Klein T. Cis-inhibition suppresses basal Notch signaling during sensory organ precursor selection. Proc Natl Acad Sci USA 2023;120(23):e2214535120. . 10.1073/pnas.2214535120
[22]

Nandagopal N, Santat LA, Elowitz MB. Cis-activation in the Notch signaling pathway. Elife 2019;8:e37880. . 10.7554/elife.37880
[23]

Chapman G, Sparrow DB, Kremmer E, Dunwoodie SL. Notch inhibition by the ligand Delta-like 3 defines the mechanism of abnormal vertebral segmentation in spondylocostal dysostosis. Hum Mol Genet 2011;20(5):905‒16. . 10.1093/hmg/ddq529
[24]

Serth K, Schuster-Gossler K, Kremmer E, Hansen B, Marohn-Köhn B, Gossler A. O-fucosylation of DLL3 is required for its function during somitogenesis. PLoS One 2015;10(4):e0123776. . 10.1371/journal.pone.0123776
[25]

Carrieri FA, Murray PJ, Ditsova D, Ferris MA, Davies P, Dale JK. CDK1 and CDK2 regulate NICD1 turnover and the periodicity of the segmentation clock. EMBO Rep 2019;20(7):e46436. . 10.15252/embr.201846436
[26]

Giaimo BD, Gagliani EK, Kovall RA, Borggrefe T. Transcription factor RBPJ as a molecular switch in regulating the Notch response. Adv Exp Med Biol 2021;1287:9‒30. . 10.1007/978-3-030-55031-8_2
[27]

Handford PA, Mayhew M, Baron M, Winship PR, Campbell ID, Brownlee GG. Key residues involved in calcium-binding motifs in EGF-like domains. Nature 1991;351(6322):164‒7. . 10.1038/351164a0
[28]

Bellavia D, Checquolo S, Campese AF, Felli MP, Gulino A, Screpanti I. Notch3: from subtle structural differences to functional diversity. Oncogene 2008;27 (38):5092‒8. . 10.1038/onc.2008.230
[29]

James AC, Szot JO, Iyer K, Major JA, Pursglove SE, Chapman G, et al. Notch4 reveals a novel mechanism regulating Notch signal transduction. Biochim Biophys Acta 2014;1843(7):1272‒84. . 10.1016/j.bbamcr.2014.03.015
[30]

Komatsu H, Chao MY, Larkins-Ford J, Corkins ME, Somers GA, Tucey T, et al. OSM-11 facilitates LIN-12 Notch signaling during Caenorhabditis elegans vulval development. PLoS Biol 2008;6(8):e196. . 10.1371/journal.pbio.0060196
[31]

Gordon WR, Roy M, Vardar-Ulu D, Garfinkel M, Mansour MR, Aster JC, et al. Structure of the Notch1-negative regulatory region: implications for normal activation and pathogenic signaling in T-ALL. Blood 2009;113(18):4381‒90. . 10.1182/blood-2008-08-174748
[32]

Cordle J, Johnson S, Zi J, Tay Y, Roversi P, Wilkin M, et al. A conserved face of the Jagged/Serrate DSL domain is involved in Notch trans-activation and cisinhibition. Nat Struct Mol Biol 2008;15(8):849‒57. . 10.1038/nsmb.1457
[33]

Hambleton S, Valeyev NV, Muranyi A, Knott V, Werner JM, McMichael AJ, et al. Structural and functional properties of the human Notch-1 ligand binding region. Structure 2004;12(12):2173‒83. . 10.1016/j.str.2004.09.012
[34]

Gordon WR, Vardar-Ulu D, Histen G, Sanchez-Irizarry C, Aster JC, Blacklow SC. Structural basis for autoinhibition of Notch. Nat Struct Mol Biol 2007;14(4):295‒300. . 10.1038/nsmb1227
[35]

Kidd S, Lieber T. Furin cleavage is not a requirement for Drosophila Notch function. Mech Dev 2002;115(1‒2):41‒51.
[36]

Logeat F, Bessia C, Brou C, LeBail O, Jarriault S, Seidah NG, et al. The Notch1 receptor is cleaved constitutively by a furin-like convertase. Proc Natl Acad Sci USA 1998;95(14):8108‒12. . 10.1073/pnas.95.14.8108
[37]

Pfeffer I, Brewitz L, Krojer T, Jensen SA, Kochan GT, Kershaw NJ, et al. Aspartate/asparagine-β-hydroxylase crystal structures reveal an unexpected epidermal growth factor-like domain substrate disulfide pattern. Nat Commun 2019;10(1):4910. . 10.1038/s41467-019-12711-7
[38]

Matsumoto K, Luther KB, Haltiwanger RS. Diseases related to Notch glycosylation. Mol Aspects Med 2021;79:100938. . 10.1016/j.mam.2020.100938
[39]

Takeuchi H, Yu H, Hao H, Takeuchi M, Ito A, Li H, et al. O-glycosylation modulates the stability of epidermal growth factor-like repeats and thereby regulates Notch trafficking. J Biol Chem 2017;292(38):15964‒73. . 10.1074/jbc.m117.800102
[40]

Downing AK, Knott V, Werner JM, Cardy CM, Campbell ID, Handford PA. Solution structure of a pair of calcium-binding epidermal growth factor-like domains: implications for the Marfan syndrome and other genetic disorders. Cell 1996;85(4):597‒605. . 10.1016/s0092-8674(00)81259-3
[41]

Weisshuhn PC, Sheppard D, Taylor P, Whiteman P, Lea SM, Handford PA, et al. Non-linear and flexible regions of the human Notch1 extracellular domain revealed by high-resolution structural studies. Structure 2016;24(4):555‒66. . 10.1016/j.str.2016.02.010
[42]

Kettle S, Yuan X, Grundy G, Knott V, Downing AK, Handford PA. Defective calcium binding to fibrillin-1: consequence of an N2144S change for fibrillin- 1 structure and function. J Mol Biol 1999;285(3):1277‒87. . 10.1006/jmbi.1998.2368
[43]

De Celis JF, Garcia-Bellido A. Modifications of the Notch function by Abruptex mutations in Drosophila melanogaster . Genetics 1994;136(1):183‒94. . 10.1093/genetics/136.1.183
[44]

Rebay I, Fleming RJ, Fehon RG, Cherbas L, Cherbas P, Artavanis-Tsakonas S. Specific EGF repeats of Notch mediate interactions with Delta and Serrate: implications for notch as a multifunctional receptor. Cell 1991;67(4):687‒99. . 10.1016/0092-8674(91)90064-6
[45]

Taylor P, Takeuchi H, Sheppard D, Chillakuri C, Lea SM, Haltiwanger RS, et al. Fringe-mediated extension of O-linked fucose in the ligand-binding region of Notch1 increases binding to mammalian Notch ligands. Proc Natl Acad Sci USA 2014;111(20):7290‒5. . 10.1073/pnas.1319683111
[46]

Zeronian MR, Klykov O, Portell i de Montserrat J, Konijnenberg MJ, Gaur A, Scheltema RA, et al. Notch‒Jagged signaling complex defined by an interaction mosaic. Proc Natl Acad Sci USA 2021;118(30):e2102502118. . 10.1073/pnas.2102502118
[47]

Tiyanont K, Wales TE, Aste-Amezaga M, Aster JC, Engen JR, Blacklow SC. Evidence for increased exposure of the Notch1 metalloprotease cleavage site upon conversion to an activated conformation. Structure 2011;19(4):546‒54. . 10.1016/j.str.2011.01.016
[48]

Rand MD, Grimm LM, Artavanis-Tsakonas S, Patriub V, Blacklow SC, Sklar J, et al. Calcium depletion dissociates and activates heterodimeric notch receptors. Mol Cell Biol 2000;20(5):1825‒35. . 10.1128/mcb.20.5.1825-1835.2000
[49]

Morsut L, Roybal KT, Xiong X, Gordley RM, Coyle SM, Thomson M, et al. Engineering customized cell sensing and response behaviors using synthetic Notch receptors. Cell 2016;164(4):780‒91. . 10.1016/j.cell.2016.01.012
[50]

Roybal KT, Rupp LJ, Morsut L, Walker WJ, McNally KA, Park JS, et al. Precision tumor recognition by T cells with combinatorial antigen sensing circuits. Cell 2016;164(4):770‒9. . 10.1016/j.cell.2016.01.011
[51]

Cho JH, Okuma A, Al-Rubaye D, Intisar E, Junghans RP, Wong WW. Engineering Axl specific CAR and SynNotch receptor for cancer therapy. Sci Rep 2018;8(1):3846. . 10.1038/s41598-018-22252-6
[52]

Wang Z, Wang F, Zhong J, Zhu T, Zheng Y, Zhao T, et al. Using apelin-based synthetic Notch receptors to detect angiogenesis and treat solid tumors. Nat Commun 2020;11(1):2163. . 10.1038/s41467-020-15729-4
[53]

Hyrenius-Wittsten A, Su Y, Park M, Garcia JM, Alavi J, Perry N, et al. SynNotch CAR circuits enhance solid tumor recognition and promote persistent antitumor activity in mouse models. Sci Transl Med 2021;13(591):591eabd8836. . 10.1126/scitranslmed.abd8836
[54]

Choe JH, Watchmaker PB, Simic MS, Gilbert RD, Li AW, Krasnow NA, et al. SynNotch-CAR T cells overcome challenges of specificity, heterogeneity, and persistence in treating glioblastoma. Sci Transl Med 2021;13(591):eabe7378. . 10.1126/scitranslmed.abe7378
[55]

Sloas DC, Tran JC, Marzilli AM, Ngo JT. Tension-tuned receptors for synthetic mechanotransduction and intercellular force detection. Nat Biotechnol 2023;2023(9):1‒9. . 10.1038/s41587-022-01638-y
[56]

Yang ZJ, Yu ZY, Cai YM, Du RR, Cai L. Engineering of an enhanced synthetic Notch receptor by reducing ligand-independent activation. Commun Bio 2020;3(1):116. . 10.1038/s42003-020-0848-x
[57]

Hayward AN, Aird EJ, Gordon WR. A toolkit for studying cell surface shedding of diverse transmembrane receptors. eLife 2019;8:e46983. . 10.7554/elife.46983
[58]

Gordon WR, Zimmerman B, He L, Miles LJ, Huang J, Tiyanont K, et al. Mechanical allostery: evidence for a force requirement in the proteolytic activation of Notch. Dev Cell 2015;33(6):729‒36. . 10.1016/j.devcel.2015.05.004
[59]

Parks AL, Klueg KM, Stout JR, Muskavitch MA. Ligand endocytosis drives receptor dissociation and activation in the Notch pathway. Development 2000;127(7):1373‒85. . 10.1242/dev.127.7.1373
[60]

Pei J, Grishin NV. Expansion of divergent SEA domains in cell surface proteins and nucleoporin 54. Protein Sci 2017;26(3):617‒30. . 10.1002/pro.3096
[61]

Kelley MR, Kidd S, Deutsch WA, Young MW. Mutations altering the structure of epidermal growth factor-like coding sequences at the Drosophila Notch locus. Cell 1987;51(4):539‒48. . 10.1016/0092-8674(87)90123-1
[62]

Portin P. Allelic negative complementation at the Abruptex locus of Drosophila melanogaster . Genetics 1975;81(1):121‒33. . 10.1093/genetics/81.1.121
[63]

Ohlin AK, Landes G, Bourdon P, Oppenheimer C, Wydro R, Stenflo J. Betahydroxyaspartic acid in the first epidermal growth factor-like domain of protein C. Its role in Ca2+ binding and biological activity. J Biol Chem 1988;263(35):19240‒8. . 10.1016/s0021-9258(18)37415-5
[64]

Foster GG. Negative complementation at the notch locus of Drosophila melanogaster . Genetics 1975;81(1):99‒120. . 10.1093/genetics/81.1.99
[65]

Chillakuri CR, Sheppard D, Ilagan MX, Holt LR, Abbott F, Liang S, et al. Structural analysis uncovers lipid-binding properties of Notch ligands. Cell Rep 2013;5(4):861‒7. . 10.1016/j.celrep.2013.10.029
[66]

Law RHP, Lukoyanova N, Voskoboinik I, Caradoc-Davies TT, Baran K, Dunstone MA, et al. The structural basis for membrane binding and pore formation by lymphocyte perforin. Nature 2010;468(7322):447‒51. . 10.1038/nature09518
[67]

Corbalan-Garcia S, Gómez-Fernández JC. Signaling through C2 domains: more than one lipid target. Biochim Biophys Acta 2014;1838(6):1536‒47. . 10.1016/j.bbamem.2014.01.008
[68]

Hirano Y, Gao YG, Stephenson DJ, Vu NT, Malinina L, Simanshu DK, et al. Structural basis of phosphatidylcholine recognition by the C2-domain of cytosolic phospholipase A2α. eLife 2019;8:e44760. . 10.7554/elife.44760
[69]

Kershaw NJ, Church NL, Griffin MDW, Luo CS, Adams TE, Burgess AW. Notch ligand delta-like1: X-ray crystal structure and binding affinity. Biochem J 2015;468(1):159‒66. . 10.1042/bj20150010
[70]

Shimizu K, Chiba S, Kumano K, Hosoya N, Takahashi T, Kanda Y, et al. Mouse Jagged1 physically interacts with Notch2 and other Notch receptors. Assessment by quantitative methods. J Biol Chem 1999;274(46):32961‒9. . 10.1074/jbc.274.46.32961
[71]

Fleming RJ. Ligand-induced cis-inhibition of Notch signaling: the role of an extracellular region of Serrate. Adv Exp Med Biol 2020;1227:29‒49. . 10.1007/978-3-030-36422-9_3
[72]

D’souza B, Miyamoto A, Weinmaster G. The many facets of Notch ligands. Oncogene 2008;27(38):5148‒67. . 10.1038/onc.2008.229
[73]

Kiyota T, Kinoshita T. Cysteine-rich region of X-Serrate-1 is required for activation of Notch signaling in Xenopus primary neurogenesis. Int J Dev Biol 2002;46:1057‒60. . 10.1007/s004270100165
[74]

Yamamoto S, Charng WL, Rana NA, Kakuda S, Jaiswal M, Bayat V, et al. A mutation in EGF repeat-8 of notch discriminates between Serrate/Jagged and delta family ligands. Science 2012;338(6111):1229‒32. . 10.1126/science.1228745
[75]

Gonzalez-Perez D, Das S, Antfolk D, Ahsan HS, Medina E, Dundes CE, et al. Affinity-matured DLL4 ligands as broad-spectrum modulators of Notch signaling. Nat Chem Biol 2023;19(1):9‒17. . 10.1038/s41589-022-01113-4
[76]

Irvine KD, FringeWieschaus E., boundary-specific signaling moleculea, mediates interactions between dorsal and ventral cells during Drosophila wing development. Cell 1994;79(4):595‒606. . 10.1016/0092-8674(94)90545-2
[77]

Brückner K, Perez L, Clausen H, Cohen S. Glycosyltransferase activity of fringe modulates Notch‒Delta interactions. Nature 2000;406(6794):411‒5. . 10.1038/35019075
[78]

Moloney DJ, Panin VM, Johnston SH, Chen J, Shao L, Wilson R, et al. Fringe is a glycosyltransferase that modifies Notch. Nature 2000;406(6794):369‒75. . 10.1038/35019000
[79]

Takeuchi H, Schneider M, Williamson DB, Ito A, Takeuchi M, Handford PA, et al. Two novel protein O-glucosyltransferases that modify sites distinct from POGLUT1 and affect Notch trafficking and signaling. Proc Natl Acad Sci USA 2018;115(36):E8395‒402. . 10.1073/pnas.1804005115
[80]

Andrawes MB, Xu X, Liu H, Ficarro SB, Marto JA, Aster JC, et al. Intrinsic selectivity of Notch 1 for Delta-like 4 over Delta-like 1. J Biol Chem 2013;288(35):25477‒89. . 10.1074/jbc.m113.454850
[81]

Pennarubia F, Ito A, Takeuchi M, Haltiwanger RS. Cancer-associated Notch receptor variants lead to O-fucosylation defects that deregulate Notch signaling. J Biol Chem 2022;298(12):102616. . 10.1016/j.jbc.2022.102616
[82]

Yokoi Y, Nishimura SI. Effect of site-specific O-glycosylation on the structural behavior of NOTCH1 receptor extracellular EGF-like domains 11 and 10. Chemistry 2020;26(54):12363‒72. . 10.1002/chem.202002652
[83]

Saiki W, Ma C, Okajima T, Takeuchi H. Current views on the roles of Oglycosylation in controlling notch-ligand interactions. Biomolecules 2021;11(2):309. . 10.3390/biom11020309
[84]

Takeuchi H, Haltiwanger RS. Role of glycosylation of Notch in development. Semin Cell Dev Biol 2010;21(6):638‒45. . 10.1016/j.semcdb.2010.03.003
[85]

Wang Y, Lee GF, Kelley RF, Spellman MW. Identification of a GDP-L-fucose: polypeptide fucosyltransferase and enzymatic addition of O-linked fucose to EGF domains. Glycobiology 1996;6(8):837‒42. . 10.1093/glycob/6.8.837
[86]

Wang Y, Shao L, Shi S, Harris RJ, Spellman MW, Stanley P, et al. Modification of epidermal growth factor-like repeats with O-fucose. Molecular cloning and expression of a novel GDP-fucose protein O-fucosyltransferase. J Biol Chem 2001;276:40338‒45. . 10.1074/jbc.m107849200
[87]

Holdener BC, Haltiwanger RS. Protein O-fucosylation: structure and function. Curr Opin Struct Biol 2019;56:78‒86. . 10.1016/j.sbi.2018.12.005
[88]

Johnston SH, Rauskolb C, Wilson R, Prabhakaran B, Irvine KD, Vogt TF. A family of mammalian fringe genes implicated in boundary determination and the Notch pathway. Development 1997;124(11):2245‒54. . 10.1242/dev.124.11.2245
[89]

Cohen B, Bashirullah A, Dagnino L, Campbell C, Fisher WW, Leow CC, et al. Fringe boundaries coincide with Notch-dependent patterning centres in mammals and alter Notch-dependent development in Drosophila . Nat Genet 1997;16(3):283‒8. . 10.1038/ng0797-283
[90]

LeBon L, Lee TV, Sprinzak D, Jafar-Nejad H, Elowitz MB. Fringe proteins modulate Notch-ligand cis and trans interactions to specify signaling states. eLife 2014;3:e02950. . 10.7554/elife.02950
[91]

Pandey A, Harvey BM, Lopez MF, Ito A, Haltiwanger RS, Jafar-Nejad H. Glycosylation of specific Notch EGF repeats by O-Fut1 and fringe regulates Notch signaling in Drosophila . Cell Rep 2019;29(7):2054‒66.e6. . 10.1016/j.celrep.2019.10.027
[92]

Kakuda S, Haltiwanger RS. Deciphering the fringe-mediated Notch code: identification of activating and inhibiting sites allowing discrimination between ligands. Dev Cell 2017;40(2):193‒201. . 10.1016/j.devcel.2016.12.013
[93]

Schneider M, Kumar V, Nordstrøm LU, Feng L, Takeuchi H, Hao H, et al. Inhibition of Delta-induced Notch signaling using fucose analogs. Nat Chem Biol 2018;14(1):65‒71. . 10.1038/nchembio.2520
[94]

Acar M, Jafar-Nejad H, Takeuchi H, Rajan A, Ibrani D, Rana NA, et al. Rumi is a CAP10 domain glycosyltransferase that modifies Notch and is required for Notch signaling. Cell 2008;132(2):247‒58. . 10.1016/j.cell.2007.12.016
[95]

Takeuchi H, Fernández-Valdivia RC, Caswell DS, Nita-Lazar A, Rana NA, Garner TP, et al. Rumi functions as both a protein O-glucosyltransferase and a protein O-xylosyltransferase. Proc Natl Acad Sci USA 2011;108(40):16600‒5. . 10.1073/pnas.1109696108
[96]

Moloney DJ, Shair LH, Lu FM, Xia J, Locke R, Matta KL, et al. Mammalian Notch1 is modified with two unusual forms of O-linked glycosylation found on epidermal growth factor-like modules* . J Biol Chem 2000;275 (13):9604‒11. . 10.1074/jbc.275.13.9604
[97]

Shao L, Luo Y, Moloney DJ, Haltiwanger RS. O-glycosylation of EGF repeats: identification and initial characterization of a UDP-glucose: protein O-glucosyltransferase. Glycobiology 2002;12(11):763‒70. . 10.1093/glycob/cwf085
[98]

Rana NA, Nita-Lazar A, Takeuchi H, Kakuda S, Luther KB, Haltiwanger RS. O-glucose trisaccharide is present at high but variable stoichiometry at multiple sites on mouse Notch1. J Biol Chem 2011;286(36):31623‒37. . 10.1074/jbc.m111.268243
[99]

Li Z, Fischer M, Satkunarajah M, Zhou D, Withers SG, Rini JM. Structural basis of Notch O-glucosylation and O-xylosylation by mammalian proteinO-glucosyltransferase 1 (POGLUT1). Nat Commun 2017;8(1):185. . 10.1038/s41467-017-00255-7
[100]

Williamson DB, Haltiwanger RS. Identification, function, and biological relevance of POGLUT2 and POGLUT3. Biochem Soc Trans 2022;50(2):1003‒12. . 10.1042/bst20210850
[101]

Harvey BM, Rana NA, Moss H, Leonardi J, Jafar-Nejad H, Haltiwanger RS. Mapping sites of O-glycosylation and fringe elongation on Drosophila Notch. J Biol Chem 2016;291(31):16348‒60. . 10.1074/jbc.m116.732537
[102]

Lee TV, Sethi MK, Leonardi J, Rana NA, Buettner FFR, Haltiwanger RS, et al. Negative regulation of Notch signaling by Xylose. PLoS Genet 2013;9(6): e1003547. . 10.1371/journal.pgen.1003547
[103]

Fernandez-Valdivia R, Takeuchi H, Samarghandi A, Lopez M, Leonardi J, Haltiwanger RS, et al. Regulation of mammalian Notch signaling and embryonic development by the protein O-glucosyltransferase Rumi. Development 2011;138(10):1925‒34. . 10.1242/dev.060020
[104]

Leonardi J, Fernandez-Valdivia R, Li YD, Simcox AA, Jafar-Nejad H. Multiple Oglucosylation sites on Notch function as a buffer against temperaturedependent loss of signaling. Development 2011;138(16):3569‒78. . 10.1242/dev.068361
[105]

Perdigoto CN, Schweisguth F, Bardin AJ. Distinct levels of Notch activity for commitment and terminal differentiation of stem cells in the adult fly intestine. Development 2011;138(21):4585‒95. . 10.1242/dev.065292
[106]

Pandey A, Niknejad N, Jafar-Nejad H. Multifaceted regulation of Notch signaling by glycosylation. Glycobiology 2021;31:8‒28. . 10.1093/glycob/cwaa049
[107]

Lieber T, Kidd S, Young MW. Kuzbanian-mediated cleavage of Drosophila Notch. Genes Dev 2002;16(2):209‒21. . 10.1101/gad.942302
[108]

Jafar-Nejad H, Leonardi J, Fernandez-Valdivia R. Role of glycans and glycosyltransferases in the regulation of Notch signaling. Glycobiology 2010;20(8):931‒49. . 10.1093/glycob/cwq053
[109]

Ramkumar N, Harvey BM, Lee JD, Alcorn HL, Silva-Gagliardi NF, McGlade CJ, et al. Protein O-glucosyltransferase 1 (POGLUT1) promotes mouse gastrulation through modification of the apical polarity protein CRUMBS2. PLoS Genet 2015;11(10):e1005551. . 10.1371/journal.pgen.1005551
[110]

Servián-Morilla E, Takeuchi H, Lee TV, Clarimon J, Mavillard F, Area-Gómez E, et al. A POGLUT1 mutation causes a muscular dystrophy with reduced Notch signaling and satellite cell loss. EMBO Mol Med 2016;8(11):1289‒309. . 10.15252/emmm.201505815
[111]

Servián-Morilla E, Cabrera-Serrano M, Johnson K, Pandey A, Ito A, Rivas E, et al. POGLUT1 biallelic mutations cause myopathy with reduced satellite cells, α-dystroglycan hypoglycosylation and a distinctive radiological pattern. Acta Neuropathol 2020;139(3):565‒82. . 10.1007/s00401-019-02117-6
[112]

Ma W, Du J, Chu Q, Wang Y, Liu L, Song M, et al. hCLP46 regulates U937 cell proliferation via Notch signaling pathway. Biochem Biophys Res Commun 2011;408(1):84‒8. . 10.1016/j.bbrc.2011.03.124
[113]

Chu Q, Liu L, Wang W. Overexpression of hCLP46 enhances Notch activation and regulates cell proliferation in a cell type-dependent manner. Cell Prolif 2013;46(3):254‒62. . 10.1111/cpr.12037
[114]

Matsuura A, Ito M, Sakaidani Y, Kondo T, Murakami K, Furukawa K, et al. Olinked N-acetylglucosamine is present on the extracellular domain of notch receptors. J Biol Chem 2008;283(51):35486‒95. . 10.1074/jbc.m806202200
[115]

Sakaidani Y, Nomura T, Matsuura A, Ito M, Suzuki E, Murakami K, et al. Olinked-N-acetylglucosamine on extracellular protein domains mediates epithelial cell‒matrix interactions. Nat Commun 2011;2(1):583. . 10.1038/ncomms1591
[116]

Ogawa M, Senoo Y, Ikeda K, Takeuchi H, Okajima T. Structural divergence in O-GlcNAc glycans displayed on epidermal growth factor-like repeats of mammalian Notch1. Molecules 2018;23(7):1745. . 10.3390/molecules23071745
[117]

Ogawa M, Okajima T. Structure and function of extracellular O-GlcNAc. Curr Opin Struct Biol 2019;56:72‒7. . 10.1016/j.sbi.2018.12.002
[118]

Sakaidani Y, Ichiyanagi N, Saito C, Nomura T, Ito M, Nishio Y, et al. O-linkedN-acetylglucosamine modification of mammalian Notch receptors by an atypical O-GlcNAc transferase Eogt1. Biochem Biophys Res Commun 2012;419(1):14‒9. . 10.1016/j.bbrc.2012.01.098
[119]

Müller R, Jenny A, Stanley P. The EGF repeat-specific O-GlcNAc-transferase Eogt interacts with notch signaling and pyrimidine metabolism pathways in Drosophila . PLoS One 2013;8(5):e62835. . 10.1371/journal.pone.0062835
[120]

Varshney S, Stanley P. Multiple roles for O-glycans in Notch signalling. FEBS Lett 2018;592(23):3819‒34. . 10.1002/1873-3468.13251
[121]

Sawaguchi S, Varshney S, Ogawa M, Sakaidani Y, Yagi H, Takeshita K, et al. O-GlcNAc on NOTCH1 EGF repeats regulates ligand-induced Notch signaling and vascular development in mammals. eLife 2017;6:e24419. . 10.7554/elife.24419
[122]

Panin VM, Shao L, Lei L, Moloney DJ, Irvine KD, Haltiwanger RS. Notch ligands are substrates for protein O-fucosyltransferase-1 and Fringe. J Biol Chem 2002;277(33):29945‒52. . 10.1074/jbc.m204445200
[123]

Thakurdas SM, Lopez MF, Kakuda S, Fernandez-Valdivia R, Zarrin-Khameh N, Haltiwanger RS, et al. Jagged1 heterozygosity in mice results in a congenital cholangiopathy which is reversed by concomitant deletion of one copy of Poglut1 (Rumi). Hepatology 2016;63(2):550‒65. . 10.1002/hep.28024
[124]

Sun X, Artavanis-Tsakonas S. The intracellular deletions of Delta and Serrate define dominant negative forms of the Drosophila Notch ligands. Development 1996;122(8):2465‒74. . 10.1242/dev.122.8.2465
[125]

Sun X, Artavanis-Tsakonas S. Secreted forms of DELTA and SERRATE define antagonists of Notch signaling in Drosophila . Development 1997;124(17):3439‒48. . 10.1242/dev.124.17.3439
[126]

Poodry CA. Shibire, a neurogenic mutant of Drosophila . Dev Biol 1990;138 (2):464‒72. . 10.1016/0012-1606(90)90212-2
[127]

Meloty-Kapella L, Shergill B, Kuon J, Botvinick E, Weinmaster G. Notch ligand endocytosis generates mechanical pulling force dependent on dynamin, epsins, and actin. Dev Cell 2012;22(6):1299‒312. . 10.1016/j.devcel.2012.04.005
[128]

Le Borgne R, Bardin A, Schweisguth F. The roles of receptor and ligand endocytosis in regulating Notch signaling. Development 2005;132 (8):1751‒62. . 10.1242/dev.01789
[129]

Deblandre GA, Lai EC, Kintner C. Xenopus neuralized is a ubiquitin ligase that interacts with XDelta1 and regulates Notch signaling. Dev Cell 2001;1(6):795‒806. . 10.1016/s1534-5807(01)00091-0
[130]

Itoh M, Kim CH, Palardy G, Oda T, Jiang YJ, Maust D, et al. Mind bomb is a ubiquitin ligase that is essential for efficient activation of Notch signaling by Delta. Dev Cell 2003;4(1):67‒82. . 10.1016/s1534-5807(02)00409-4
[131]

Xie X, Cho B, Fischer JA. Drosophila Epsin’s role in Notch ligand cells requires three Epsin protein functions: the lipid binding function of the ENTH domain, a single ubiquitin interaction motif, and a subset of the C-terminal protein binding modules. Dev Biol 2012;363(2):399‒412. . 10.1016/j.ydbio.2012.01.004
[132]

Wang W, Struhl G. Drosophila Epsin mediates a select endocytic pathway that DSL ligands must enter to activate Notch. Development 2004;131(21):5367‒80. . 10.1242/dev.01413
[133]

Wang W, Struhl G. Distinct roles for mind bomb, neuralized and spsin in mediating DSL endocytosis and signaling in Drosophila. Development 2005;132(12):2883‒94. . 10.1242/dev.01860
[134]

Okano M, Matsuo H, Nishimura Y, Hozumi K, Yoshioka S, Tonoki A, et al. Mib1 modulates dynamin 2 recruitment via Snx18 to promote Dll1 endocytosis for efficient Notch signaling. Genes Cells 2016;21(5):425‒41. . 10.1111/gtc.12350
[135]

Seugnet L, Simpson P, Haenlin M. Requirement for dynamin during notch signaling in Drosophila neurogenesis. Dev Biol 1997;192(2):585‒98. . 10.1006/dbio.1997.8723
[136]

Windler SL, Bilder D. Endocytic internalization routes required for Delta/ Notch signaling. Curr Biol 2010;20(6):538‒43. . 10.1016/j.cub.2010.01.049
[137]

Couso JP, Knust E, Martinez AA. Serrate and wingless cooperate to induce vestigial gene expression and wing formation in Drosophila . Curr Biol 1995;5(12):1437‒48. . 10.1016/s0960-9822(95)00281-8
[138]

Glittenberg M, Pitsouli C, Garvey C, Delidakis C, Bray S. Role of conserved intracellular motifs in Serrate signalling, cis-inhibition and endocytosis. EMBO J 2006;25(20):4697‒706. . 10.1038/sj.emboj.7601337
[139]

Chapman G, Major JA, Iyer K, James AC, Pursglove SE, Moreau JLM, et al. Notch1 endocytosis is induced by ligand and is required for signal transduction. Biochim Biophys Acta 2016;1863(1):166‒77. . 10.1016/j.bbamcr.2015.10.021
[140]

Chastagner P, Rubinstein E, Brou C. Ligand-activated Notch undergoes DTX4- mediated ubiquitylation and bilateral endocytosis before ADAM10 processing. Sci Signal 2017;10(483):eaag2989. . 10.1126/scisignal.aag2989
[141]

Mohamed SA, Aherrahrou Z, Liptau H, Erasmi AW, Hagemann C, Wrobel S, et al. Novel missense mutations (p. T596M and p.P1797H) in NOTCH1 in patients with bicuspid aortic valve. Biochem Biophys Res Commun 2006;345(4):1460‒5. . 10.1016/j.bbrc.2006.05.046
[142]

McKellar SH, Tester DJ, Yagubyan M, Majumdar R, Ackerman MJ, Sundt III TM. Novel NOTCH1 mutations in patients with bicuspid aortic valve disease and thoracic aortic aneurysms. J Thorac Cardiovasc Surg 2007;134(2):290‒6. . 10.1016/j.jtcvs.2007.02.041
[143]

McBride KL, Riley MF, Zender GA, Fitzgerald-Butt SM, Towbin JA, Belmont JW, et al. NOTCH1 mutations in individuals with left ventricular outflow tract malformations reduce ligand-induced signaling. Hum Mol Genet 2008;17 (18):2886‒93. . 10.1093/hmg/ddn187
[144]

Theis JL, Hrstka SCL, Evans JM, O’Byrne MM, de Andrade M, O’Leary PW, et al. Compound heterozygous NOTCH1 mutations underlie impaired cardiogenesis in a patient with hypoplastic left heart syndrome. Hum Genet 2015;134 (9):1003‒11. . 10.1007/s00439-015-1582-1
[145]

Dargis N, Lamontagne M, Gaudreault N, Sbarra L, Henry C, Pibarot P, et al. Identification of gender-specific genetic variants in patients with bicuspid aortic valve. Am J Cardiol 2016;117(3):420‒6. . 10.1016/j.amjcard.2015.10.058
[146]

Girdauskas E, Geist L, Disha K, Kazakbaev I, Groß T, Schulz S, et al. Genetic abnormalities in bicuspid aortic valve root phenotype: preliminary results. Eur J Cardiothorac Surg 2017;52(1):156‒62. . 10.1093/ejcts/ezx065
[147]

Torres-Juan L, Rico Y, Fortuny E, Pons J, Ramos R, Santos-Simarro F, et al. NOTCH1 gene as a novel cause of thoracic aortic aneurysm in patients with tricuspid aortic valve: two cases reported. Int J Mol Sci 2023;24(10):8644. . 10.3390/ijms24108644
[148]

Stittrich AB, Lehman A, Bodian DL, Ashworth J, Zong Z, Li H, et al. Mutations in NOTCH1 cause Adams-Oliver syndrome. Am J Hum Genet 2014;95(3):275‒84. . 10.1016/j.ajhg.2014.07.011
[149]

Southgate L, Sukalo M, Karountzos ASV, Taylor EJ, Collinson CS, Ruddy D, et al. Haploinsufficiency of the NOTCH1 receptor as a cause of Adams-Oliver syndrome with variable cardiac anomalies. Circ Cardiovasc Genet 2015;8(4):572‒81. . 10.1161/circgenetics.115.001086
[150]

Meester JAN, Sukalo M, Schröder KC, Schanze D, Baynam G, Borck G, et al. Elucidating the genetic architecture of Adams-Oliver syndrome in a large European cohort. Hum Mutat 2018;39(9):1246‒61. . 10.1002/humu.23567
[151]

Gilbert MA, Bauer RC, Rajagopalan R, Grochowski CM, Chao G, McEldrew D, et al. Alagille syndrome mutation update: comprehensive overview of JAG1 and NOTCH2 mutation frequencies and insight into missense variant classification. Hum Mutat 2019;40(12):2197‒220. . 10.1002/humu.23879
[152]

Kamath BM, Bauer RC, Loomes KM, Chao G, Gerfen J, Hutchinson A, et al. NOTCH2 mutations in Alagille syndrome. J Med Genet 2012;49:138‒44. . 10.1136/jmedgenet-2011-100544
[153]

ShenTu Y, Mi X, Tang D, Jiang Y, Gao L, Ma X, et al. Alagille syndrome caused by NOTCH2 mutation presented atypical pathological changes. Clin Chim Acta 2021;521:258‒63. . 10.1016/j.cca.2021.07.026
[154]

Uddin MS, Fulayyih SA, Denaini FFA, Hatlani MMA. Pathogenic novel heterozygous variant c.1076c>T p. (Ser359Phe) chr 1: 120512166 in NOTCH2 gene, type 2 alagille syndrome causing neonatal cholestasis: a case report. Am J Case Rep 2022;23:e935840. . 10.12659/ajcr.935840
[155]

Li ZD, Abuduxikuer K, Wang L, Hao CZ, Zhang J, Wang MX, et al. Defining pathogenicity of NOTCH2 variants for diagnosis of Alagille syndrome type 2 using a large cohort of patients. Liver Int 2022;42(8):1836‒48. . 10.1111/liv.15292
[156]

Li J, Wu H, Chen S, Pang J, Wang H, Li X, et al. Clinical and genetic characteristics of Alagille syndrome in adults. J Clin Transl Hepatol 2023;11:156‒62. . 10.14218/jcth.2021.00313
[157]

Joutel A, Corpechot C, Ducros A, Vahedi K, Chabriat H, Mouton P, et al. Notch3 mutations in CADASIL, a hereditary adult-onset condition causing stroke and dementia. Nature 1996;383(6602):707‒10. . 10.1038/383707a0
[158]

Coupland K, Lendahl U, Karlström H. Role of NOTCH3 mutations in the cerebral small vessel disease cerebral autosomal dominant arteriopathy with subcortical infarcts and leukoencephalopathy. Stroke 2018;49(11):2793‒800. . 10.1161/strokeaha.118.021560
[159]

Mukai M, Mizuta I, Watanabe-Hosomi A, Koizumi T, Matsuura J, Hamano A, et al. Genotype‒phenotype correlations and effect of mutation location in Japanese CADASIL patients. J Hum Genet 2020;65(8):637‒46. . 10.1038/s10038-020-0751-9
[160]

Mizuno T, Mizuta I, Watanabe-Hosomi A, Mukai M, Koizumi T. Clinical and genetic aspects of CADASIL. Front Aging Neurosci 2020;12:91. . 10.3389/fnagi.2020.00091
[161]

Rodriguez CA, Fustes OJH, Arteaga CBT. A novel Notch 3 mutation (pathogenic variant c.1565G>C) in CADASIL. Neurologia 2022;37(3):235‒6. . 10.1016/j.nrl.2021.03.013
[162]

Ni W, Zhang Y, Zhang L, Xie JJ, Li HF, Wu ZY. Genetic spectrum of NOTCH3 and clinical phenotype of CADASIL patients in different populations. CNS Neurosci Ther 2022;28(11):1779‒89. . 10.1111/cns.13917
[163]

Wei J, Hemmings GP. The NOTCH4 locus is associated with susceptibility to schizophrenia. Nat Genet 2000;25(4):376‒7. . 10.1038/78044
[164]

Cardinale CJ, Li D, Tian L, Connolly JJ, March ME, Hou C, et al. Association of a rare NOTCH4 coding variant with systemic sclerosis: a family-based whole exome sequencing study. BMC Musculoskelet Disord 2016;17(1):462. . 10.1186/s12891-016-1320-4
[165]

Fischer-Zirnsak B, Segebrecht L, Schubach M, Charles P, Alderman E, Brown K, et al. Haploinsufficiency of the Notch ligand DLL1 causes variable neurodevelopmental disorders. Am J Hum Genet 2019;105(3):631‒9. . 10.1016/j.ajhg.2019.07.002
[166]

Chabriat H, Joutel A, Dichgans M, Tournier-Lasserve E, Bousser MG. Cadasil. Lancet Neurol 2009;8(7):643‒53. . 10.1016/s1474-4422(09)70127-9
[167]

Karlström H, Beatus P, Dannaeus K, Chapman G, Lendahl U, Lundkvist J. A CADASIL-mutated Notch 3 receptor exhibits impaired intracellular trafficking and maturation but normal ligand-induced signaling. Proc Natl Acad Sci USA 2002;99(26):17119‒24. . 10.1073/pnas.252624099
[168]

Pippucci T, Maresca A, Magini P, Cenacchi G, Donadio V, Palombo F, et al. Homozygous NOTCH3 null mutation and impaired NOTCH3 signaling in recessive early-onset arteriopathy and cavitating leukoencephalopathy. EMBO Mol Med 2015;7(6):848‒58. . 10.15252/emmm.201404399
[169]

Klein C, Schreyer S, Kohrs FE, Elhamoury P, Pfeffer A, Munder T, et al. Stimulation of adult hippocampal neurogenesis by physical exercise and enriched environment is disturbed in a CADASIL mouse model. Sci Rep 2017;7(1):45372. . 10.1038/srep45372
[170]

Rutten JW, Van Eijsden BJ, Duering M, Jouvent E, Opherk C, Pantoni L, et al. The effect of NOTCH3 pathogenic variant position on CADASIL disease severity: NOTCH3 EGFR 1‒6 pathogenic variant are associated with a more severe phenotype and lower survival compared with EGFR 7-34 pathogenic variant. Genet Med 2019;21(3):676‒82. . 10.1038/s41436-018-0088-3
[171]

Jensen SA, Iqbal S, Bulsiewicz A, Handford PA. A microfibril assembly assay identifies different mechanisms of dominance underlying Marfan syndrome, stiff skin syndrome and acromelic dysplasias. Hum Mol Genet 2015;24(15):4454‒63. . 10.1093/hmg/ddv181
[172]

Garg V, Muth AN, Ransom JF, Schluterman MK, Barnes R, King IN, et al. Mutations in NOTCH1 cause aortic valve disease. Nature 2005;437(7056):270‒4. . 10.1038/nature03940
[173]

Harrison OJ, Torrens C, Salhiyyah K, Modi A, Moorjani N, Townsend PA, et al. Defective NOTCH signalling drives smooth muscle cell death and differentiation in bicuspid aortic valve aortopathy. Eur J Cardiothorac Surg 2019;56(1):117‒25. . 10.1093/ejcts/ezy464
[174]

Sciacca S, Pilato M, Mazzoccoli G, Pazienza V, Vinciguerra M. Anti-correlation between longevity gene SirT1 and Notch signaling in ascending aorta biopsies from patients with bicuspid aortic valve disease. Heart Vessels 2013;28(2):268‒75. . 10.1007/s00380-012-0238-5
[175]

Li L, Krantz ID, Deng Y, Genin A, Banta AB, Collins CC, et al. Alagille syndrome is caused by mutations in human Jagged1, which encodes a ligand for Notch1. Nat Genet 1997;16(3):243‒51. . 10.1038/ng0797-243
[176]

Kamath BM, Spinner NB, Rosenblum ND. Renal involvement and the role of Notch signalling in Alagille syndrome. Nat Rev Nephrol 2013;9(7):409‒18. . 10.1038/nrneph.2013.102
[177]

Birtel J, Eisenberger T, Gliem M, Müller PL, Herrmann P, Betz C, et al. Clinical and genetic characteristics of 251 consecutive patients with macular and cone/cone-rod dystrophy. Sci Rep 2018;8(1):4824. . 10.1038/s41598-018-22096-0
[178]

Fischetto R, Palmieri VV, Tripaldi ME, Gaeta A, Michelucci A, Delvecchio M, et al. Alagille syndrome: a novel mutation in JAG1 gene. Front Pediatr 2019;7:199. . 10.3389/fped.2019.00199
[179]

Fabris L, Fiorotto R, Spirli C, Cadamuro M, Mariotti V, Perugorria MJ, et al. Pathobiology of inherited biliary diseases: a roadmap to understand acquired liver diseases. Nat Rev Gastroenterol Hepatol 2019;16(8):497‒511. . 10.1038/s41575-019-0156-4
[180]

Hankeova S, Van Hul N, Laznovsky J, Verboven E, Mangold K, Hensens N, et al. Sex differences and risk factors for bleeding in Alagille syndrome. EMBO Mol Med 2022;14(12):e15809. . 10.15252/emmm.202215809
[181]

Hankeova S, Salplachta J, Zikmund T, Kavkova M, Van Hul N, Brinek A, et al. DUCT reveals architectural mechanisms contributing to bile duct recovery in a mouse model for Alagille syndrome. eLife 2021;10:e60916. . 10.7554/elife.60916
[182]

Meester JAN, Verstraeten A, Alaerts M, Schepers D, Van Laer L, Loeys BL. Overlapping but distinct roles for NOTCH receptors in human cardiovascular disease. Clin Genet 2019;95(1):85‒94. . 10.1111/cge.13382
[183]

Fabris L, Cadamuro M, Guido M, Spirli C, Fiorotto R, Colledan M, et al. Analysis of liver repair mechanisms in Alagille syndrome and biliary atresia reveals a role for Notch signaling. Am J Pathol 2007;171(2):641‒53. . 10.2353/ajpath.2007.070073
[184]

Kohsaka T, Yuan Z, Guo S, Tagawa M, Nakamura A, Nakano M, et al. The significance of human Jagged 1 mutations detected in severe cases of extrahepatic biliary atresia. Hepatology 2002;36(4):904‒12. . 10.1053/jhep.2002.35820
[185]

Guarnaccia C, Dhir S, Pintar A, Pongor S. The tetralogy of Fallot-associated G274D mutation impairs folding of the second epidermal growth factor repeat in Jagged-1. FEBS J 2009;276(21):6247‒57. . 10.1111/j.1742-4658.2009.07333.x
[186]

Eldadah ZA, Hamosh A, Biery NJ, Montgomery RA, Duke M, Elkins R, et al. Familial tetralogy of Fallot caused by mutation in the Jagged1 gene. Hum Mol Genet 2001;10(2):163‒9. . 10.1093/hmg/10.2.163
[187]

Bauer RC, Laney AO, Smith R, Gerfen J, Morrissette JJD, Woyciechowski S, et al. Jagged1 (JAG1) mutations in patients with tetralogy of Fallot or pulmonic stenosis. Hum Mutat 2010;31(5):594‒601. . 10.1002/humu.21231
[188]

Sullivan JM, Motley WW, Johnson JO, Aisenberg WH, Marshall KL, Barwick KE, et al. Dominant mutations of the Notch ligand Jagged1 cause peripheral neuropathy. J Clin Invest 2020;130(3):1506‒12. . 10.1172/jci128152
[189]

Lee SSJ, Knott V, Jovanovic´ J, Harlos K, Grimes JM, Choulier L, et al. Structure of the integrin binding fragment from fibrillin-1 gives new insights into microfibril organization. Structure 2004;12(4):717‒29. . 10.1016/j.str.2004.02.023
[190]

Coppens S, Barnard AM, Puusepp S, Pajusalu S, Õunap K, Vargas-Franco D, et al. A form of muscular dystrophy associated with pathogenic variants in JAG2 . Am J Hum Genet 2021;108(5):840‒56. . 10.1016/j.ajhg.2021.03.020
[191]

Sparrow DB, Chapman G, Wouters MA, Whittock NV, Ellard S, Fatkin D, et al. Mutation of the LUNATIC FRINGE gene in humans causes spondylocostal dysostosis with a severe vertebral phenotype. Am J Hum Genet 2006;78(1):28‒37. . 10.1086/498879
[192]

Otomo N, Mizumoto S, Lu HF, Takeda K, Campos-Xavier B, Mittaz-Crettol L, et al. Identification of novel LFNG mutations in spondylocostal dysostosis. J Hum Genet 2019;64(3):261‒4. . 10.1038/s10038-018-0548-2
[193]

Bulman MP, Kusumi K, Frayling TM, McKeown C, Garrett C, Lander ES, et al. Mutations in the human Delta homologue, DLL3, cause axial skeletal defects in spondylocostal dysostosis. Nat Genet 2000;24(4):438‒41. . 10.1038/74307
[194]

Adams FH, Oliver CP. Hereditary deformities in man. J Hered 1945;36(1):3‒7. . 10.1093/oxfordjournals.jhered.a105415
[195]

Meester JAN, Southgate L, Stittrich AB, Venselaar H, Beekmans SJA, Den Hollander N, et al. Heterozygous loss-of-function mutations in DLL4 cause Adams-Oliver syndrome. Am J Hum Genet 2015;97(3):475‒82. . 10.1016/j.ajhg.2015.07.015
[196]

Nagasaka M, Taniguchi-Ikeda M, Inagaki H, Ouchi Y, Kurokawa D, Yamana K, et al. Novel missense mutation in DLL4 in a Japanese sporadic case of AdamsOliver syndrome. J Hum Genet 2017;62(9):851‒5. . 10.1038/jhg.2017.48
[197]

Rojnueangnit K, Phawan T, Khetkham T, Techasatid W, Sirichongkolthong B. A novel DLL4 mutation in Adams-Oliver syndrome with absence of the right pulmonary artery in newborn. Am J Med Genet A 2022;188(2):658‒64. . 10.1002/ajmg.a.62562
[198]

Umair M, Younus M, Shafiq S, Nayab A, Alfadhel M. Clinical genetics of spondylocostal dysostosis: a mini review. Front Genet 2022;13:996364. . 10.3389/fgene.2022.996364
[199]

Kusumi K, Mimoto MS, Covello KL, Beddington RSP, Krumlauf R, Dunwoodie SL. Dll3 pudgy mutation differentially disrupts dynamic expression of somite genes. Genesis 2004;39(2):115‒21. . 10.1002/gene.20034
[200]

Mehboob MZ, Lang M. Structure, function, and pathology of protein O-glucosyltransferases. Cell Death Dis 2021;12(1):71. . 10.1038/s41419-020-03314-y
[201]

Stephan C, Kurban M, Abbas O. Dowling-Degos disease: a review. Int J Dermatol 2021;60(8):944‒50. . 10.1111/ijd.15385
[202]

Buket Basmanav F, Oprisoreanu AM, Pasternack SM, Thiele H, Fritz G, Wenzel J, et al. Mutations in POGLUT1, encoding protein O-glucosyltransferase 1, cause autosomal-dominant Dowling-Degos disease. Am J Hum Genet 2014;91(1):135‒43. . 10.1016/j.ajhg.2013.12.003
[203]

McMillan BJ, Zimmerman B, Egan ED, Lofgren M, Xu X, Hesser A, et al. Structure of human POFUT1, its requirement in ligand-independent oncogenic Notch signaling, and functional effects of Dowling-Degos mutations. Glycobiology 2017;27(8):777‒86. . 10.1093/glycob/cwx020
[204]

Li M, Cheng R, Liang J, Yan H, Zhang H, Yang L, et al. Mutations in POFUT1, encoding protein O-fucosyltransferase 1, cause generalized Dowling-Degos disease. Am J Hum Genet 2013;92(6):895‒903. . 10.1016/j.ajhg.2013.04.022
[205]

Shaheen R, Aglan M, Keppler-Noreuil K, Faqeih E, Ansari S, Horton K, et al. Mutations in EOGT confirm the genetic heterogeneity of autosomal-recessive Adams-Oliver syndrome. Am J Hum Genet 2013;92(4):598‒604. . 10.1016/j.ajhg.2013.02.012
[206]

Weng AP, Ferrando AA, Lee W, Morris IV JP, Silverman LB, Sanchez-Irizarry C, et al. Activating mutations of NOTCH1 in human T cell acute lymphoblastic leukemia. Science 2004;306(5694):269‒71. . 10.1126/science.1102160
[207]

Xu X, Choi SH, Hu T, Tiyanont K, Habets R, Groot AJ, et al. Insights into autoregulation of Notch3 from structural and functional studies of its negative regulatory region. Structure 2015;23(7):1227‒35. . 10.1016/j.str.2015.05.001
[208]

Van Vlierberghe P, Ambesi-Impiombato A, Perez-Garcia A, Haydu JE, Rigo I, Hadler M, et al. ETV6 mutations in early immature human T cell leukemias. J Exp Med 2011;208(13):2571‒9. . 10.1084/jem.20112239
[209]

Zhang J, Ding L, Holmfeldt L, Wu G, Heatley SL, Payne-Turner D, et al. The genetic basis of early T-cell precursor acute lymphoblastic leukaemia. Nature 2012;481(7380):157‒63.
[210]

Neumann M, Heesch S, Schlee C, Schwartz S, Gökbuget N, Hoelzer D, et al. Whole-exome sequencing in adult ETP—all reveals a high rate of DNMT3A mutations. Blood 2013;121(23):4749‒52. . 10.1182/blood-2012-11-465138
[211]

Shimizu D, Taki T, Utsunomiya A, Nakagawa H, Nomura K, Matsumoto Y, et al. Detection of NOTCH1 mutations in adult T-cell leukemia/lymphoma and peripheral T-cell lymphoma. Int J Hematol 2007;85(3):212‒8. . 10.1532/ijh97.06165
[212]

Pancewicz J, Taylor JM, Datta A, Baydoun HH, Waldmann TA, Hermine O, et al. Notch signaling contributes to proliferation and tumor formation of human T-cell leukemia virus type 1-associated adult T-cell leukemia. Proc Natl Acad Sci USA 2010;107(38):16619‒24. . 10.1073/pnas.1010722107
[213]

Sportoletti P, Baldoni S, Cavalli L, Del Papa B, Bonifacio E, Ciurnelli R, et al. NOTCH1 PEST domain mutation is an adverse prognostic factor in B-CLL. Br J Haematol 2010;151(4):404‒6. . 10.1111/j.1365-2141.2010.08368.x
[214]

Di Ianni M, Baldoni S, Rosati E, Ciurnelli R, Cavalli L, Martelli MF, et al. A new genetic lesion in B-CLL: a NOTCH1 PEST domain mutation. Br J Haematol 2009;146(6):689‒91. . 10.1111/j.1365-2141.2009.07816.x
[215]

Puente XS, Beà S, Valdés-Mas R, Villamor N, Gutiérrez-Abril J, Martín-Subero JI, et al. Non-coding recurrent mutations in chronic lymphocytic leukaemia. Nature 2015;526(7574):519‒24. . 10.1038/nature14666
[216]

Puente XS, Pinyol M, Quesada V, Conde L, Ordóñez GR, Villamor N, et al. Whole-genome sequencing identifies recurrent mutations in chronic lymphocytic leukaemia. Nature 2011;475(7354):101‒5.
[217]

Kridel R, Meissner B, Rogic S, Boyle M, Telenius A, Woolcock B, et al. Whole transcriptome sequencing reveals recurrent NOTCH1 mutations in mantle cell lymphoma. Blood 2012;119(9):1963‒71. . 10.1182/blood-2011-11-391474
[218]

Beà S, Valdés-Mas R, Navarro A, Salaverria I, Martín-Garcia D, Jares P, et al. Landscape of somatic mutations and clonal evolution in mantle cell lymphoma. Proc Natl Acad Sci USA 2013;110(45):18250‒5. . 10.1073/pnas.1314608110
[219]

Kiel MJ, Velusamy T, Betz BL, Zhao L, Weigelin HG, Chiang MY, et al. Wholegenome sequencing identifies recurrent somatic NOTCH2 mutations in splenic marginal zone lymphoma. J Exp Med 2012;209(9):1553‒65. . 10.1084/jem.20120910
[220]

Rossi D, Trifonov V, Fangazio M, Bruscaggin A, Rasi S, Spina V, et al. The coding genome of splenic marginal zone lymphoma: activation of NOTCH2 and other pathways regulating marginal zone development. J Exp Med 2012;209(9):1537‒51. . 10.1084/jem.20120904
[221]

Trøen G, Wlodarska I, Warsame A, Hernández Llodrà S, De Wolf-Peeters C, Delabie J. NOTCH2 mutations in marginal zone lymphoma. Haematologica 2008;93(7):1107‒9. . 10.3324/haematol.11635
[222]

Robinson DR, Kalyana-Sundaram S, Wu YM, Shankar S, Cao X, Ateeq B, et al. Functionally recurrent rearrangements of the MAST kinase and Notch gene families in breast cancer. Nat Med 2011;17(12):1646‒51. . 10.1038/nm.2580
[223]

Stoeck A, Lejnine S, Truong A, Pan L, Wang H, Zang C, et al. Discovery of biomarkers predictive of GSI response in triple-negative breast cancer and adenoid cystic carcinoma. Cancer Discov 2014;4(10):1154‒67. . 10.1158/2159-8290.cd-13-0830
[224]

Ho AS, Kannan K, Roy DM, Morris LGT, Ganly I, Katabi N, et al. The mutational landscape of adenoid cystic carcinoma. Nat Genet 2013;45(7):791‒8. . 10.1038/ng.2643
[225]

Stephens PJ, Davies HR, Mitani Y, Van Loo P, Shlien A, Tarpey PS, et al. Whole exome sequencing of adenoid cystic carcinoma. J Clin Invest 2013;123(7):2965‒8. . 10.1172/jci67201
[226]

Mosquera JM, Sboner A, Zhang L, Chen CL, Sung YS, Chen HW, et al. Novel MIR143‒NOTCH fusions in benign and malignant glomus tumors. Genes Chromosomes Cancer 2013;52(11):1075‒87. . 10.1002/gcc.22102
[227]

Agrawal N, Frederick MJ, Pickering CR, Bettegowda C, Chang K, Li RJ, et al. Exome sequencing of head and neck squamous cell carcinoma reveals inactivating mutations in NOTCH1 . Science 2011;333(6046):1154‒7. . 10.1126/science.1206923
[228]

Wang NJ, Sanborn Z, Arnett KL, Bayston LJ, Liao W, Proby CM, et al. Loss-offunction mutations in Notch receptors in cutaneous and lung squamous cell carcinoma. Proc Natl Acad Sci USA 2011;108(43):17761‒6. . 10.1073/pnas.1114669108
[229]

Durinck S, Ho C, Wang NJ, Liao W, Jakkula LR, Collisson EA, et al. Temporal dissection of tumorigenesis in primary cancers. Cancer Discov 2011;1(2):137‒43. . 10.1158/2159-8290.cd-11-0028
[230]

Cancer Genome Atlas Research Network. Comprehensive genomic characterization of squamous cell lung cancers. Nature 2012;489(7417):519‒25. . 10.1038/nature11404
[231]

Rampias T, Vgenopoulou P, Avgeris M, Polyzos A, Stravodimos K, Valavanis C, et al. A new tumor suppressor role for the Notch pathway in bladder cancer. Nat Med 2014;20(10):1199‒205. . 10.1038/nm.3678
[232]

George J, Lim JS, Jang SJ, Cun Y, Ozretić L, Kong G, et al. Comprehensive genomic profiles of small cell lung cancer. Nature 2015;524(7563):47‒53.
[233]

Song Y, Li L, Ou Y, Gao Z, Li E, Li X, et al. Identification of genomic alterations in oesophageal squamous cell cancer. Nature 2014;509(7498):91‒5. . 10.1038/nature13176
[234]

Brat DJ, Verhaak RGW, Aldape KD, Yung WKA, Salama SR, Cooper LAD, et al. Comprehensive, integrative genomic analysis of diffuse lower-grade gliomas. N Engl J Med 2015;372(26):2481‒98.
[235]

Klinakis A, Lobry C, Abdel-Wahab O, Oh P, Haeno H, Buonamici S, et al. A novel tumour-suppressor function for the Notch pathway in myeloid leukaemia. Nature 2011;473(7346):230‒3. . 10.1038/nature09999
[236]

Aster JC, Pear WS, Blacklow SC. The varied roles of Notch in cancer. Annu Rev Pathol 2017;12(1):245‒75. . 10.1146/annurev-pathol-052016-100127
[237]

Bernasconi-Elias P, Hu T, Jenkins D, Firestone B, Gans S, Kurth E, et al. Characterization of activating mutations of NOTCH3 in T cell acute lymphoblastic leukemia and anti-leukemic activity of NOTCH3 inhibitory antibodies. Oncogene 2016;35(47):6077‒86. . 10.1038/onc.2016.133
[238]

Bonfiglio F, Bruscaggin A, Guidetti F, Terzi di Bergamo L, Faderl M, Spina V, et al. Genetic and phenotypic attributes of splenic marginal zone lymphoma. Blood 2022;139(5):732‒47.
[239]

Choi JH, Park JT, Davidson B, Morin PJ, Shih IM, Wang TL. Jagged-1 and Notch3 Juxtacrine loop regulates ovarian tumor growth and adhesion. Cancer Res 2008;68(14):5716‒23. . 10.1158/0008-5472.can-08-0001
[240]

Gao J, Liu J, Fan D, Xu H, Xiong Y, Wang Y, et al. Up-regulated expression of Notch1 and Jagged1 in human colon adenocarcinoma. Pathol Biol 2011;59 (6):298‒302. . 10.1016/j.patbio.2010.11.001
[241]

Guo D, Ye J, Li L, Dai J, Ma D, Ji C. Down-regulation of Notch-1 increases cocultured Jurkat cell sensitivity to chemotherapy. Leuk Lymphoma 2009;50(2):270‒8. . 10.1080/10428190802553257
[242]

Jubb AM, Browning L, Campo L, Turley H, Steers G, Thurston G, et al. Expression of vascular Notch ligands Delta-like 4 and Jagged-1 in glioblastoma. Histopathology 2012;60(5):740‒7. . 10.1111/j.1365-2559.2011.04138.x
[243]

Kim EJ, Kim SO, Jin X, Ham SW, Kim J, Park JB, et al. Epidermal growth factor receptor variant III renders glioma cancer cells less differentiated by JAGGED1. Tumour Biol 2015;36(4):2921‒8. . 10.1007/s13277-014-2922-9
[244]

Reedijk M, Odorcic S, Chang L, Zhang H, Miller N, McCready DR, et al. Highlevel coexpression of JAG1 and NOTCH1 is observed in human breast cancer and is associated with poor overall survival. Cancer Res 2005;65 (18):8530‒7. . 10.1158/0008-5472.can-05-1069
[245]

Santagata S, Demichelis F, Riva A, Varambally S, Hofer MD, Kutok JL, et al. JAGGED1 expression is associated with prostate cancer metastasis and recurrence. Cancer Res 2004;64(19):6854‒7. . 10.1158/0008-5472.can-04-2500
[246]

Strati TM, Kotoula V, Kostopoulos I, Manousou K, Papadimitriou C, Lazaridis G, et al. Prognostic subcellular Notch2, Notch3 and Jagged1 localization patterns in early triple-negative breast cancer. Anticancer Res 2017;37(5):2323‒34. . 10.21873/anticanres.11570
[247]

Sugiyama M, Oki E, Nakaji Y, Tsutsumi S, Ono N, Nakanishi R, et al. High expression of the Notch ligand Jagged-1 is associated with poor prognosis after surgery for colorectal cancer. Cancer Sci 2016;107(11):1705‒16. . 10.1111/cas.13075
[248]

Vaish V, Kim J, Shim M. Jagged-2 (JAG2) enhances tumorigenicity and chemoresistance of colorectal cancer cells. Oncotarget 2017;8(32):53262‒75. . 10.18632/oncotarget.18391
[249]

Westhoff B, Colaluca IN, D’Ario G, Donzelli M, Tosoni D, Volorio S, et al. Alterations of the Notch pathway in lung cancer. Proc Natl Acad Sci USA 2009;106(52):22293‒8. . 10.1073/pnas.0907781106
[250]

Yuan X, Wu H, Xu H, Han N, Chu Q, Yu S, et al. Meta-analysis reveals the correlation of Notch signaling with non-small cell lung cancer progression and prognosis. Sci Rep 2015;5(1):10338. . 10.1038/srep10338
[251]

Zheng CG, Chen R, Xie JB, Liu CB, Jin Z, Jin C. Immunohistochemical expression of Notch1, Jagged1, NF-κB and MMP-9 in colorectal cancer patients and the relationship to clinicopathological parameters. Cancer Biomark 2015;15 (6):889‒97. . 10.3233/cbm-150533
[252]

Zhu C, Ho YJ, Salomao MA, Dapito DH, Bartolome A, Schwabe RF, et al. Notch activity characterizes a common hepatocellular carcinoma subtype with unique molecular and clinicopathologic features. J Hepatol 2021;74 (3):613‒26. . 10.1016/j.jhep.2020.09.032
[253]

Lim JS, Ibaseta A, Fischer MM, Cancilla B, O’Young G, Cristea S, et al. Intratumoural heterogeneity generated by Notch signalling promotes smallcell lung cancer. Nature 2017;545(7654):360‒4. . 10.1038/nature22323
[254]

Ellisen LW, Bird J, West DC, Soreng AL, Reynolds TC, Smith SD, et al. TAN-1, the human homolog of the Drosophila Notch gene, is broken by chromosomal translocations in T lymphoblastic neoplasms. Cell 1991;66(4):649‒61. . 10.1016/0092-8674(91)90111-b
[255]

Malecki MJ, Sanchez-Irizarry C, Mitchell JL, Histen G, Xu ML, Aster JC, et al. Leukemia-associated mutations within the NOTCH1 heterodimerization domain fall into at least two distinct mechanistic classes. Mol Cell Biol 2006;26(12):4642‒51. . 10.1128/mcb.01655-05
[256]

Ferrarotto R, Mitani Y, Diao L, Guijarro I, Wang J, Zweidler-McKay P, et al. Activating NOTCH1 mutations define a distinct subgroup of patients with adenoid cystic carcinoma who have poor prognosis, propensity to bone and liver metastasis, and potential responsiveness to Notch1 inhibitors. J Clin Oncol 2017;35(3):352‒60. . 10.1200/jco.2016.67.5264
[257]

Ianni MD, Baldoni S, Rosati E, Ciurnelli R, Cavalli L, Martelli MF, et al. A new genetic lesion in B-CLL: a NOTCH1 PEST domain mutation. Br J Haematol 2009;146(6):689‒91. . 10.1111/j.1365-2141.2009.07816.x
[258]

Hammerman PS, Voet D, Lawrence MS, Voet D, Jing R, Cibulskis K, et al. Comprehensive genomic characterization of squamous cell lung cancers. Nature 2012;489(7417):519‒25. . 10.1038/nature11404
[259]

Stransky N, Egloff AM, Tward AD, Kostic AD, Cibulskis K, Sivachenko A, et al. The mutational landscape of head and neck squamous cell carcinoma. Science 2011;333(6046):1157‒60. . 10.1126/science.1208130
[260]

Alcolea MP, Greulich P, Wabik A, Frede J, Simons BD, Jones PH. Differentiation imbalance in single oesophageal progenitor cells causes clonal immortalization and field change. Nat Cell Biol 2014;16(6):615. . 10.1038/ncb2963
[261]

Sawangarun W, Mandasari M, Aida J, Morita K, Kayamori K, Ikeda T, et al. Loss of Notch1 predisposes oro-esophageal epithelium to tumorigenesis. Exp Cell Res 2018;372(2):129‒40. . 10.1016/j.yexcr.2018.09.019
[262]

Boukhatmi H, Martins T, Pillidge Z, Kamenova T, Bray S. Notch mediates inter-tissue communication to promote tumorigenesis. Curr Biol 2020;30 (10):1809‒20.e4. . 10.1016/j.cub.2020.02.088
[263]

Nowell CS, Radtke F. Notch as a tumour suppressor. Nat Rev Cancer 2017;17(3):145‒59. . 10.1038/nrc.2016.145
[264]

Martincorena I, Fowler JC, Wabik A, Lawson ARJ, Abascal F, Hall MWJ, et al. Somatic mutant clones colonize the human esophagus with age. Science 2018;362(6417):911‒7. . 10.1126/science.aau3879
[265]

Abby E, Dentro SC, Hall MWJ, Fowler JC, Ong SH, Sood R, et al. Notch1 mutations drive clonal expansion in normal esophageal epithelium but impair tumor growth. Nat Gene 2023;55(2):232‒45. . 10.1038/s41588-022-01280-z
[266]

Zhang S, Chung WC, Wu G, Egan SE, Miele L, Xu K. Manic fringe promotes a claudin-low breast cancer phenotype through Notch-mediated PIK3CG induction. Cancer Res 2015;75(10):1936‒43. . 10.1158/0008-5472.can-14-3303
[267]

Wang S, Itoh M, Shiratori E, Ohtaka M, Tohda S. NOTCH activation promotes glycosyltransferase expression in human myeloid leukemia cells. Hematol Rep 2018;10(3):7576. . 10.4081/hr.2018.7576
[268]

Yang C, Hu JF, Zhan Q, Wang ZW, Li G, Pan JJ, et al. SHCBP1 interacting with EOGT enhances O-GlcNAcylation of NOTCH1 and promotes the development of pancreatic cancer. Genomics 2021;113(2):827‒42. . 10.1016/j.ygeno.2021.01.010
[269]

Libisch MG, Casás M, Chiribao ML, Moreno P, Cayota A, Osinaga E, et al. GALNT11 as a new molecular marker in chronic lymphocytic leukemia. Gene 2014;533(1):270‒9. . 10.1016/j.gene.2013.09.052
[270]

Barua R, Mizuno K, Tashima Y, Ogawa M, Takeuchi H, Taguchi A, et al. Bioinformatics and functional analyses implicate potential roles for EOGT and L-fringe in pancreatic cancers. Molecules 2021;26(4):882. . 10.3390/molecules26040882
[271]

Wang Y, Chang N, Zhang T, Liu H, Ma W, Chu Q, et al. Overexpression of human CAP10-like protein 46KD in T-acute lymphoblastic leukemia and acute myelogenous leukemia. Genet Test Mol Biomarkers 2010;14(1):127‒33. . 10.1089/gtmb.2009.0145
[272]

Xu K, Usary J, Kousis PC, Prat A, Wang DY, Adams JR, et al. Lunatic fringe deficiency cooperates with the Met/Caveolin gene amplicon to induce basallike breast cancer. Cancer Cell 2012;21(5):626‒41. . 10.1016/j.ccr.2012.03.041
[273]

Kroes RA, Dawson G, Moskal JR. Focused microarray analysis of glyco-gene expression in human glioblastomas. J Neurochem 2007;103():14‒24. . 10.1111/j.1471-4159.2007.04780.x
[274]

Larose H, Prokoph N, Matthews JD, Schlederer M, Högler S, Alsulami AF, et al. Whole exome sequencing reveals NOTCH1 mutations in anaplastic large cell lymphoma and points to Notch both as a key pathway and a potential therapeutic target. Haematologica 2021;106(6):1693‒704. . 10.3324/haematol.2019.238766
[275]

Majumder S, Crabtree JS, Golde TE, Minter LM, Osborne BA, Miele L. Targeting Notch in oncology: the path forward. Nat Rev Drug Discov 2021;20(2):125‒44. . 10.1038/s41573-020-00091-3
[276]

Andersson ER, Lendahl U. Therapeutic modulation of Notch signalling—are we there yet? Nat Rev Drug Discov 2014;13(5):357‒78. . 10.1038/nrd4252
[277]

Ridgway J, Zhang G, Wu Y, Stawicki S, Liang WC, Chanthery Y, et al. Inhibition of Dll4 signalling inhibits tumour growth by deregulating angiogenesis. Nature 2006;444(7122):1083‒7. . 10.1038/nature05313
[278]

Noguera-Troise I, Daly C, Papadopoulos NJ, Coetzee S, Boland P, Gale NW, et al. Blockade of Dll4 inhibits tumour growth by promoting non-productive angiogenesis. Nature 2006;444(7122):1032‒7. . 10.1038/nature05355
[279]

Masiero M, Li D, Whiteman P, Bentley C, Greig J, Hassanali T, et al. Development of therapeutic anti-JAGGED1 antibodies for cancer therapy. Mol Cancer Ther 2019;18(11):2030‒42. . 10.1158/1535-7163.mct-18-1176
[280]

Rosen LS, Wesolowski R, Baffa R, Liao KH, Hua SY, Gibson BL, et al. A phase I, dose-escalation study of PF-06650808, an anti-Notch3 antibody‒drug conjugate, in patients with breast cancer and other advanced solid tumors. Invest New Drugs 2020;38(1):120‒30. . 10.1007/s10637-019-00754-y
[281]

Lehal R, Zaric J, Vigolo M, Urech C, Frismantas V, Zangger N, et al. Pharmacological disruption of the Notch transcription factor complex. Proc Natl Acad Sci USA 2020;117(28):16292‒301. . 10.1073/pnas.1922606117
[282]

Lopez Miranda E, Stathis A, Hess D, Racca F, Quon D, Rodon J, et al. Phase 1 study of CB-103, a novel first-in-class inhibitor of the CSL-NICD gene transcription factor complex in human cancers. J Clin Oncol 2021;39():3020. . 10.1200/jco.2021.39.15_suppl.3020
[283]

Atanasov AG, Zotchev SB, Dirsch VM, Supuran CT. Natural products in drug discovery: advances and opportunities. Nat Rev Drug Discov 2021;20(3):200‒16.
[284]

Cao Y, Yu L, Dai G, Zhang S, Zhang Z, Gao T, et al. Cinobufagin induces apoptosis of osteosarcoma cells through inactivation of Notch signaling. Eur J Pharmacol 2017;794:77‒84. . 10.1016/j.ejphar.2016.11.016
[285]

Kang MS, Baek SH, Chun YS, Moore AZ, Landman N, Berman D, et al. Modulation of lipid kinase PI4KIIa activity and lipid raft association of presenilin 1 underlies γ-secretase inhibition by ginsenoside (20S)-Rg3. J Biol Chem 2013;288(29):20868‒82. . 10.1074/jbc.m112.445734
[286]

Zhou B, Yan Z, Liu R, Shi P, Qian S, Qu X, et al. Prospective study of transcatheter arterial chemoembolization (TACE) with ginsenoside Rg3 versus TACE alone for the treatment of patients with advanced hepatocellular carcinoma. Radiology 2016;280(2):630‒9. . 10.1148/radiol.2016150719
AI Summary AI Mindmap
PDF (5069KB)

8983

访问

0

被引

详细
导航
相关文章

AI思维导图

/

〈 〉