超声赋能纳米医学用于肿瘤诊疗

刘凯瑞 ,  靖博元 ,  康君 ,  韩磊 ,  常津

工程(英文) ›› 2025, Vol. 46 ›› Issue (3) : 111 -139.

PDF (11837KB)
工程(英文) ›› 2025, Vol. 46 ›› Issue (3) : 111 -139. DOI: 10.1016/j.eng.2024.01.030
研究论文

超声赋能纳米医学用于肿瘤诊疗

作者信息 +

Ultrasound-Enabled Nanomedicine for Tumor Theranostics

Author information +
文章历史 +
PDF (12120K)

摘要

超声纳米医学通过超声波的精准调控显著增强了工程化纳米系统的性能,为传统纳米医学在肿瘤诊疗领域的应用带来了革命性的突破。作为新兴交叉学科,与其相关的既往综述多呈现碎片化,缺乏系统性整合。基于此,本文构建了系统性的研究框架,全面梳理了肿瘤分子成像、生物标志物分离、多级生理屏障穿透、膜穿孔工程、智能药物释放系统及多元化声动力治疗体系等关键研究方向。我们深入解析了各研究方向的理论框架、纳米系统的基础设计及其对应的超声激活机制,并展示了一些重要的研究案例来加深读者对这一复杂领域的理解。本文强调了超声纳米医学中系统设计与基础理论的协同创新,旨在推动该领域理论体系的深化和设计范式的革新。最后,我们总结了当前面临的核心挑战并展望了未来的研究方向,我们相信对这些关键问题的持续攻关将加速超声纳米医学的临床转化进程。

Abstract

Ultrasound-enabled nanomedicine leverages ultrasound to amplify the capabilities of engineered nanosystems, paving the way for innovative diagnostic and therapeutic breakthroughs in conventional nanomedicine. As a burgeoning discipline, past overviews have sometimes offered a fragmented perspective, lacking a comprehensive view. This review presents a systematic exploration of the latest advancements in ultrasound-enabled nanomedicine, with a particular emphasis on oncology. Covered topics include molecular imaging of tumors, separation of tumor markers, penetration through physiological barriers, perforation of cell membranes, targeted drug release and activation strategies, and an array of sonotherapies for oncological treatments. We delve into the research framework of each topic, the foundational design of the nanosystems, and their associated ultrasound activation mechanisms. Moreover, we highlight recent pivotal research aimed at deepening the reader's understanding of this intricate domain. This review underscores the integration of design and foundational theories within ultrasound-enabled nanomedicine, aspiring to ignite advanced theoretical insights and introduce innovative design paradigms. In conclusion, we outline current challenges and prospective research directions. An enhanced focus on these areas will expedite the advancement of ultrasound-enabled nanomedicine.

关键词

超声 / 纳米医学 / 肿瘤诊断 / 药物递送 / 肿瘤治疗

Key words

Ultrasound / Nanomedicine / Tumor diagnosis / Drug delivery / Tumor therapy

引用本文

引用格式 ▾
刘凯瑞,靖博元,康君,韩磊,常津. 超声赋能纳米医学用于肿瘤诊疗[J]. 工程(英文), 2025, 46(3): 111-139 DOI:10.1016/j.eng.2024.01.030

登录浏览全文

4963

注册一个新账户 忘记密码

1 引言

癌症已经成为当今医学领域所面对的最严峻的挑战之一。在全球范围内,每年都有上百万人被确诊为癌症,且不同地区的发展水平、性别、年龄等多种因素使得癌症的发病及死亡率呈现出显著的差异性[12]。如今,多种癌症的死亡率已经呈现下降趋势[1],这要归因于在癌症研究领域所取得的重大进展。经过数十年的深入研究,医学界对肿瘤的生成、增长、转移以及对治疗的耐药性机制的理解一直在快速进步[37]。这不仅为我们揭示了癌症的本质,还帮助我们认识到了多种可能导致癌细胞死亡的机制[810]。随着机制的不断发现和完善,我们已经开发出了一系列的治疗方法[1113],有望为癌症患者带来新的希望,也为推动医学界不断探索更为高效、精准和安全的癌症治疗方案奠定基础。

在癌症的早期阶段,当今治疗成功的可能性较以往大大增加,但准确有效的早期筛查仍然是一项严峻的挑战。为降低癌症的死亡率,及时且准确的诊断显得尤为关键。癌症的治疗方法多种多样,往往涉及手术、放疗、化疗等综合策略。鉴于不同的癌症类型和患者的特定情况,采用针对性的、定制化的治疗方案至关重要。纳米医学专注于在纳米尺度上构建前所未有的医疗系统,用于定制化解决诊断和治疗临床疾病中的各种关键问题[14]。各具特色的纳米系统可以满足多种疾病的诊疗需求。构建具有特殊响应性的纳米系统,并通过物理手段进行调控以实现诊疗可控,对促进精准医学的发展至关重要[15]。传统的物理调控手段包括光、辐射、磁场和超声波。超声波是一种频率大于20 kHz的机械波。相较于光、辐射、磁场,超声波应用在医学诊疗领域的优势在于其安全性、可视化、非侵入性以及相对较低的仪器成本[16]。

目前,基于超声波的诊疗方案已在临床中广泛应用。超声波的频率、功率等各种参数和发射方式均易于构建,配合特殊设计的超声响应性纳米系统可以实现广泛的诊疗应用,包括超声分子成像[17]、肿瘤标志物分离[18]、促进药物穿越生理屏障并渗透细胞[1920]、控制药物释放与激活[2122]以及多种声驱动的治疗[16]。这些能力是由不同的超声诱导效应实现的,包括直接的热量传递、空化、声流和声辐射力。这些效应之间复杂的共同作用能够导致微观结构振动、声波散射、机械力传递、温度升高、活性氧(ROS)生成等,这是超声与超声响应性纳米系统相互作用机制的基础[23]。

为了全面系统地回顾这一主题,本文将肿瘤诊疗过程分为三大主题:肿瘤综合评估、精准药物递送和高效肿瘤治疗。我们详细阐述了超声和纳米系统在这三大主题中的关键作用,并根据其功能和应用目的进一步细分为肿瘤成像与诊断、屏障渗透增强、响应性药物释放与激活,以及多种超声激活的抗肿瘤治疗策略(图1)。并在各部分阐明了纳米系统响应超声的机制及其先进的构建策略。最后,我们讨论并展望了超声和纳米系统在进一步促进精准化肿瘤诊疗和医学临床转化中的挑战和潜在前景。

2 用于肿瘤综合诊断的超声驱动纳米系统

2.1 肿瘤分子成像

超声成像是肿瘤学领域一种普遍的诊断方式,能够提供关于癌症的多种信息。三维超声使检测和定位肿瘤成为可能,可以提供关于肿瘤大小、形状和位置的关键数据。多普勒超声和弹性成像超声进一步增强了诊断价值,提供了关于肿瘤血流和组织硬度的信息[2425]。非侵入性、无辐射暴露、能穿透深层组织以及提供拥有卓越对比度的实时成像反馈是超声成像的主要优势[15]。超声成像的基本过程包括由换能器向目标区域发射超声波,这些波在穿过各种组织时反射不同,这些反射信号被计算机捕获并处理以生成诊断图像。

虽然传统的成像方式在识别肿瘤方面是有效的,但对更精确成像和全面信息收集的追求促成了分子成像技术的出现[2627]。超声分子成像技术利用超声和分子探针(通常是已经功能化的超声造影剂),来识别和可视化生物分子活动。此方法将各种配体(如抗体、肽和碳水化合物)整合到超声造影剂的壳体组分(如微气泡、纳米气泡、纳米液滴和气体囊泡)中,构建出能够与肿瘤相关生物标记物(包括特定蛋白质或细胞表面抗原)结合的分子探针。一旦这些探针被引入体内,它们就会附着到相应指定标记物上。超声造影剂与周围组织存在显著的声阻抗差异,并且能够产生强烈的非线性回声信号,使标记区域的清晰成像成为可能,进而提供关于肿瘤的复杂的、分子级的信息(图2)[17,2831]。

在本节中,我们以四种主要的超声造影剂为代表,说明它们在肿瘤分子成像中的应用。气体稳定纳米颗粒是一类独特的超声响应系统。这些固体纳米颗粒具有疏水表面或疏水腔,可以稳定表面的气穴,提供非均匀成核位点,在超声作用下产生微米大小的空化气泡[32]。气泡的存在使气体稳定纳米颗粒同样有潜力作为超声造影剂,相关细节将在后文阐述。

2.1.1 微气泡

微气泡,形状类似微型气球,是一种广泛使用的超声造影剂。它由一个相对稳定且在血液中不易溶解的气体核心构成,并被由蛋白质、脂质或聚合物组成的壳层所封闭[33]。通常,微气泡的机械弹性由其壳层的材料决定,材料的弹性越高,微气泡可以承受的声能就越强[34]。微气泡的直径一般介于1~10 μm之间,使得它们可以在血管内自由流动,而不会导致血栓形成,同时在血管成像中提供出色的声学对比度[3536]。

Zhong等[37]构建了一种血管内皮生长因子受体2(VEGFR2)靶向微泡,以C3F8作为气体核心,外层包裹VEGFR2靶向肽与脂质体杂交形成的外壳。他们发现这种靶向微泡超声分子探针可以将直径小于3 mm的宫颈癌极早期病变与周围正常组织区分开来;同时,与较大的肿瘤相比,VEGFR2靶向微泡对检测极早期肿瘤更敏感。这展示了这种基于靶向微泡超声分子成像检测极早期宫颈癌症的可行性,此外,VEGFR2靶向微泡也被报道可提高乳腺癌、胰腺癌和肝微转移的早期诊断率。目前,将超声成像与其他技术相结合的多模式成像方法,能够提供更精确、更全面的诊断信息。Pathak等[38]在由聚(n-氰基丙烯酸正丁酯)制成的微气泡的多层聚合物壳内封装了超顺磁性氧化铁纳米颗粒(SPIONs)。随后,他们利用生物素-亲和素耦合方法,将这些嵌入SPION的微气泡(SPION-MBs)与环状精氨酸-甘氨酸-天冬氨酸-D-苯丙氨酸-赖氨酸(RGDfK)或环状精氨酸-丙氨酸-天冬氨酸-D-苯丙氨酸-赖氨酸(RADfK)多肽进行功能化。通过联合磁共振(MRI)和超声成像,研究表明RGDfk-SPION-MB能够比RADfk-SPION-MB更快地与肿瘤新血管结合,且保留率更高。竞争性阻断实验进一步证实了RGDfk-SPION-MB对αvβ3整合素受体的特异性结合。这项研究表明,RGDfk-SPION-MB可以用作磁共振和超声成像的分子造影剂,实现对恶性肿瘤新血管系统中的αvβ3整合素表达进行多尺度和多模态的分子成像。

类似的策略也能用于组织工程血管移植物的体外质量评价和体内监测[39]。为了更进一步分析肿瘤细胞多个异常表达的蛋白质之间形成的复杂分子串扰和其协同相互作用在空间和时间上的动态变化,Li等[28]制备了αvβ3-靶向脂质微泡(L-MBα)和VEGFR2靶向脂质聚乳酸-羟基乙酸共聚物(PLGA)微泡(LP-MBv),通过L-MB α 和LP-MBv不同的声学塌陷强度加以区分两种不同的生物标志物,并分析了αvβ3整合素与VEGFR2的比率对MDA-MB-231乳腺肿瘤侵袭行为的影响,如图2(b)[28]所示。

由于微气泡的尺寸限制,它们无法穿越血管壁,因此主要用于肿瘤血管的成像。另外,由于气体易于扩散和生物系统的清除作用,微气泡的稳定性和在体内的循环寿命相对较差[4041]。为了解决微气泡稳定性低的问题,Deng等[42]通过乙醇-水交换法成功制备了具有三层结构的超稳定蛋白质-空气微泡(air@MBs)。air@MBs具有内气芯、中蛋白层和外半透膜三层结构,可以在水溶液中长期稳定存在,并具有优异的超声造影能力和药物释放能力,可用于超声成像引导的药物递送。Liu等[43]通过生物素-亲和素桥接将链霉亲和素修饰的磁珠连接到阳离子微泡的表面,构建了阳离子磁性微泡(MBM)。MBM在体内血液循环中表现出良好的稳定性,并可以通过磁力靶向性在肿瘤血管系统中积累,增强超声造影。通过这种策略,也可以缓解微气泡体内循环寿命相对较差的问题。尽管微气泡不能穿透血管壁,Wang等[44]证明通过超声介导的微泡破坏作用可以将连接在微泡上的量子点(QD)负载的半胱氨酸-精氨酸-甘氨酸-天冬氨酸-赖氨酸-甘氨酸-脯氨酸-天冬氨酸-半胱氨酸(iRGD)脂质体传递到肿瘤中,并与乳腺癌细胞表面的αvβ3整合素结合,实现血管内荧光成像。超声介导的微泡破坏作用将在下一节详细阐述。

2.1.2 纳米气泡

纳米气泡与微气泡的结构类似,由表面活性剂、磷脂、聚合物或蛋白质构成的外壳以及一个气体核心构成。纳米气泡与微气泡的主要区别在于其气体核心的类型。通常,纳米气泡的气体核心是全氟化碳,而非微气泡中常用的空气、氮气或六氟化硫,这样做是为了增强其稳定性并延长在体内的循环时间[4546]。

得益于其纳米级别的微小尺寸,纳米气泡能够通过增强的渗透性和保留(EPR)效应,穿越肿瘤血管内皮细胞之间的微小间隙,深入肿瘤并在内部积累。并且,纳米气泡的稳定性更高、循环时间更长,这使得它们在肿瘤中的积累量更大[41]。相较于微气泡,这些优势使得纳米气泡在肿瘤部位能够提供更持久且更显著的肿瘤成像效果[45]。Pellow等[47]最近的研究结果表明,纳米气泡具有良好的声学血管药代动力学,并可以被动且完整地渗出到肿瘤中。超声刺激可以促进纳米气泡的外渗,增加它们的空间生物利用度,以用于肿瘤血管系统以外的扩展成像和治疗。同时,由于纳米气泡的良好渗透性,纳米气泡也可用于其他具有血管通透性变化疾病的早期诊断[48]。

尺寸分布是影响气泡声学响应的关键因素。单分散的纳米气泡会有更均匀的非线性行为和更好的信噪比,可以增加检测的灵敏度,改善分子成像。Counil等[49]证明了标准迷你挤出机装置可以快速高效地制备单分散纳米气泡,同时,这种挤出纳米气泡在体外表现出强烈的声学响应,在小鼠的非线性对比增强超声成像下表现出强烈而持久的超声信号增强。由于减小纳米气泡的尺寸将降低其稳定性和超声回波信号的强度,因此,设计尺寸小于200 nm并且具有良好成像能力和体内长期高稳定性的纳米气泡是一个挑战。Gao等[50]通过无核心模板策略制备了尺寸约为100 nm的全氟戊烷(PFP)填充壳聚糖-聚丙烯酸纳米气泡。尽管尺寸较小,但这种纳米气泡具有良好的超声成像能力,并且可以在体内长时间保持稳定。

Kumar等[51]使用基于微流体的重建过程开发了超稳定的纳米气泡,并共价连接靶向人类程序性死亡配体1(hPD-L1)的纳米体来功能化这些纳米气泡,以测量hPD-L1在肿瘤微环境中的表达。对体内肿瘤微环境中hPD-L1的超声分子成像显示,与非靶向纳米气泡相比,对比信号增加了约3倍,解决了微气泡仅限于血管内成像的问题。同时,抗体也可用于修饰纳米气泡进行靶向肿瘤血管的超声分子成像[52]。前文中提到的微气泡双模式成像策略同样能应用于纳米气泡,Zhu等[53]在有机聚乳酸-羟基乙酸外壳中嵌入超顺磁性氧化铁纳米粒子,并修饰靶向前列腺特异性膜抗原的多肽,获得了可以对前列腺癌进行磁共振成像/超声双模式成像的纳米气泡分子成像探针。同时发现,尺寸更小的纳米气泡分子探针成像效果更好。

一些癌症细胞缺乏独特的标志物,无法利用上述方式进行成像,为解决这一问题,Jugniot等[29]利用癌细胞的同型识别模式,使用三阴性乳腺癌(TNBC)细胞膜的固有亲和力作为靶向成像的基础。通过应用微流体技术,他们制造了均匀的、特异性靶向的、基于癌细胞膜的纳米气泡(NBCCM)。超声分子成像结果表明,与非靶向纳米气泡相比,NBCCM在TNBC小鼠模型中表现出更高的渗出和保留水平,时间-强度图进一步显示了NBCCM信号的显著放大。这种创新的生物模仿纳米气泡成像方法有效地解决了TNBC缺乏独特癌症标志物和对传统靶向方法不响应的挑战,如图2(c)[29]所示。

2.1.3 纳米液滴

纳米液滴是另一种尺寸达到纳米级的超声造影剂,纳米液滴与纳米气泡的主要区别在于气体核心的成分不同。纳米气泡的核心通常由低沸点的全氟碳气体(如C3F8和C4F10)组成,而纳米液滴的核心由高沸点的全氟碳液体(如C5F12和C6F14)组成[17]。当纳米液滴暴露在高强度声脉冲时,超声波能量会引起核心全氟碳液体快速蒸发并形成微气泡的相变。这种相变过程伴随着巨大的声学反射和散射,从而产生强烈的超声信号用于超声成像[54]。

Jandhyala等[55]报道了用于超声分子成像的表皮生长因子受体抗体功能化的相变全氟己烷(PFH)核心纳米液滴。全氟己烷核心的沸点为56 ℃,允许在经历声波后液滴蒸发再冷凝和重复蒸发,从而能够重复成像以提高对比度,同时高沸点的全氟己烷核心还具有更好的稳定性和更低的自发蒸发可能性。Maghsoudinia等[56]报道了尺寸更小的叶酸功能化的钆负载的相变全氟己烷核心纳米液滴,可用于小鼠肝细胞癌细胞的超声和磁共振双模成像造影,这种纳米液滴被临床超声波触发就可以蒸发转变为微气泡。相变纳米液滴作为超声造影剂在其他疾病检测中也显示出了潜力[57]。

由于沸点较高的液态全氟碳化合物需要大量的能量才能转变为气体形态,运用低沸点的亚稳液态全氟碳化合物(如八氟丙烷、十氟丁烷)制作相变纳米液滴是有前景的一个方向。低沸点纳米液滴在诊断超声成像提供的压力和频率下就可以发生相变,最大限度地减少高声能带来的不良生物影响[58]。除了小尺寸带来的渗透优势外,纳米液滴在非激活状态下不会干扰在预期焦点区域结合的声线,当被顺序的声脉冲激活和破坏时可以提供超高分辨率的成像[59]。Dong等[60]报道了一种闪烁声纳米液滴(BAND),它由一个全氟碳填充的核心和一个由DSPC、Pluronic F68和DSPE-PEG2000构成的外壳组成。BAND用诊断超声换能器提供的临床安全声脉冲就可驱动,以高达5 kHz的频率进行可逆汽化和再液化,表现为“眨眼”,支持活体动物肌肉血管系统的快速超分辨率超声成像。

超声波并不是激活纳米液滴的唯一方法,还有其他可用的激活策略[30,6163]。Zhang等[30]开发了一种基于pH敏感的聚氨基酸多聚体包封全氟戊烷、五氟丁烷(PFB)和阿霉素(DOX)的纳米液滴,该纳米液滴在循环过程中的尺寸小于180 nm,可更有效地在肿瘤中积聚。当进入肿瘤内部的酸性微环境(pH约为6.8)时,纳米探针会膨胀到437 nm,导致液滴内拉普拉斯压力降低,从而降低全氟化碳蒸发阈值。当通过红外光或低频超声(LFUS)进行局部加热,包封的全氟化碳经历了温度依赖性的相变,转变为直径大于500 nm的充气气泡,导致超声成像可检测到的回声显著增加,如图2(d)[30]所示。

传统的纳米液滴是化学均匀的,多相纳米液滴比传统乳液具有更高的复杂性,它们的内化相能够实现化学分区、活性成分释放控制,因此,多相纳米液滴的不同相和内部形态的控制也可以实现体内生物成像[64]。同时,利用内化相的不同性质可以实现预期的目标。由于全氟化碳液体可以将高离子液体转变成稳定的纳米液滴,Chen等[65]合成了含有高渗盐水的纳米液滴,这些液滴可以稳定至少2周,并且可以用于癌症超高频射频声学分子成像。

2.1.4 气泡囊泡

气体囊泡(GV)是一种独特的充气的可膨胀核心和蛋白质外壳组成的纳米结构,是在某些微生物(如细菌和古菌)中发现的,可以储存气体以帮助调节微生物在水中的浮力[66]。与以不稳定的方式加载气体的微气泡不同,GV排除了周围的水,并允许气体通过其蛋白质外壳上的小孔自由渗透进出,以保持平衡及物理稳定性[67]。气体囊泡内部的气体和周围的水性介质之间的大的声阻抗失配,允许其产生强烈的超声对比。同时,某些种类的气体囊泡在超声作用下发生的屈曲机械变形导致的非线性对比也有助于在背景组织中检测它们[68]。气体囊泡的主要优点在于其生物来源,通常在生物体内具有良好的生物相容性和生物可降解性。此外,气体泡囊的蛋白质壳可以化学修饰,作为药物的载体或进行特异性靶向[6768]。

Wang等[69]构建了用于肿瘤超声分子成像的聚乙二醇(PEG)和透明质酸修饰的气体囊泡(PH-GV)。由于聚乙二醇的修饰,没有观察到PH-GVs被巨噬细胞内化,表明PH-GVs能够逃脱网状内皮系统的清除,增加了血液循环时间。小尺寸能够渗透肿瘤脉管系统和透明质酸的靶向能力,赋予了PH-GVs更大的肿瘤靶向性和滞留性。PH-GVs在小鼠体内肿瘤部位产生强烈的超声对比,静脉注射后未检测到明显的副作用。肿瘤细胞的上皮-间质转化过程中,肿瘤细胞的E-钙黏蛋白(E-cad)逐渐减少,N-钙黏蛋白(N-cad)增加。Hao等[31]通过将抗E-cad的抗体或抗N-cad的抗体与生物合成的气体囊泡偶联,设计了E-cad和N-cad靶向的气体囊泡,它们具有约为200 nm的颗粒尺寸和良好的肿瘤细胞靶向性能,可以产生强烈的超声成像信号,能够监测肿瘤进展过程中肿瘤细胞的E-cad和N-cad的表达状态,如图2(e)[31]所示。p32蛋白与肿瘤转移密切相关。利用p32靶向肽修饰的气体囊泡,Hao等[70]通过超声分子成像观察到在肿瘤进展过程中,p32蛋白从线粒体到细胞膜表面的易位逐渐增加。

声学报告基因(ARG)是一种编码气体囊泡的基因构建体,含有ARG的细胞能够表达气体囊泡从而使其能够被超声成像观测。Zhang等[71]构建了含有ARG和编码近红外荧光蛋白基因的工程大肠杆菌,这些大肠杆菌可以主动进入肿瘤部位,并在肿瘤内继续增殖,可实现光学和声学双模式成像。这是除了直接在气体囊泡上进行靶向修饰外的另一种靶向肿瘤的策略。此外,不同来源的气体囊泡的性质和超声成像能力存在差异[7274]。Hurt等[72]对来自不同细菌和古菌的候选气体囊泡基因簇进行筛选,鉴定出两个独特的GV基因簇,当在细菌和哺乳动物细胞中表达时,它们可产生强烈的非线性信号,提供更高的超声对比度,并且能够稳定长期表达。由此构建出了2个ARG分别用于细菌或哺乳动物细胞。细菌ARG能够实现对肿瘤归巢细菌的非侵入性超声成像,可视化它们的微观体内分布;哺乳动物ARG能实现对人类乳腺癌细胞的无创、原位微尺度超声成像和肿瘤基因表达及肿瘤生长进展的跟踪,并能够通过超声引导对这些肿瘤细胞的基因定义亚群进行穿刺活检。

气体囊泡还有对各种生物分子和生物过程进行超声成像的潜力[7576]。另外,对于新的超声成像方式的探索和超声成像条件的优化也有利于提升气体囊泡的超声成像效果以及拓展其应用范围[7780]。

2.2 肿瘤标志物分离

特异的肿瘤标志物可以用于癌症早期诊断、治疗指导和疗效与预后评估。液体活检是一种简单的肿瘤标志物采样方法,用于分离癌症患者体液中存在的肿瘤来源实体,如循环肿瘤细胞(CTCs)、循环肿瘤DNA(ctDNA)、肿瘤细胞外囊泡(EVs)等,然后分析其中包含的肿瘤信息,并连续动态监测肿瘤演变过程[8182]。

CTCs是从原发性肿瘤脱落并渗出到血液并在血液中循环的肿瘤细胞。基于单细胞基因组、转录组学和蛋白质组学的分子表型定性分析和基于细胞计数的定量分析,都能促进临床诊断准确性的提高[83]。ctDNA是肿瘤细胞凋亡或坏死后释放到血液中的,对ctDNA的分析可揭示癌症特异性遗传和表观遗传变异,了解相关的患者表型信息,是早期诊断并预测肿瘤发生发展的重要标志物[8485]。EVs是由细胞释放到细胞外基质和生物流体中的微小纳米囊泡。来源于癌症细胞的EVs包裹了各种肿瘤特异性分子,如蛋白质、RNA和DNA,可通过其获取肿瘤相关信息和肿瘤突变状况[8690]。液体活检获得的肿瘤标志物的定量和定性分析和多种肿瘤标志物的联合检测能够为多种癌症的诊断和临床决策提供依据[85,9194]。

基于声波的非接触性、优异的时空分辨率和良好的生物相容性,声镊技术已被用于分离生物颗粒,尤其是从肿瘤患者血液样本中分离各种肿瘤标志物[18,95]。声镊子的三种主要类型是驻波镊子、行波镊子和声流镊子。驻波镊子和行波镊子都通过施加的声辐射力直接操纵颗粒或流体,而声流镊子则通过声诱导的流体流动间接操纵颗粒。不同的声镊子具有各自独特的优势,应用于不同的场景,如细胞分选、细胞图案化、细胞和液滴的平移和旋转、流体混合和泵送等[18]。

Li等[96]报道了一种基于驻波表面声波的微流体分离装置,能够从癌症患者的外周血样本中高通量分离CTCs。此装置利用与流体微通道之间具有一定倾斜角度的叉指换能器(IDT)在流体微通道内建立驻波场,形成一系列压力节点和压力波腹。具有不同物理性质(即尺寸、密度和可压缩性)的细胞在流动过程中会经历不同幅度的声辐射力,进而流向不同的方向以实现分离。这种方法能从白细胞(直径约为12 μm)中有效分离稀有癌细胞(平均直径为16 μm或20 μm)。癌细胞的回收率大于83%(介于83%~96%之间),白细胞的移除率约为90%。利用驻波形成的声场塑造目标细胞的运动轨迹可以实现分离后富集[97]。变更驻波频率能够构建多种声场模式,简化设备结构[98]。基于行波表面声波的设备也能用于分离CTCs,Geng等[99]报道了一种利用倾斜IDT(S-IDT)产生窄的高度聚焦表面声波(SAW)波束,窄路径SAW波束可以产生几十微米的声场梯度,以快速产生大幅度的偏转来进行分选。该设备从血细胞中分离CTCs的效率超过98%,纯度达到93%,分离后的CTCs保持了良好的细胞状态和增殖能力。利用声流同样能够实现CTCs的选择性捕获,利用声波触发的流体流动在特殊设计的微观结构附近的不同流向,介导CTCs的运动轨迹,可实现有效的分离[100101]。

有多项研究专注于EVs的分离[102105]。例如,Wu等[102]利用两个基于驻波表面声波的分离模块(每个模块由一对IDT形成倾斜角驻波场),利用不同粒子受到不同大小的声辐射力实现路径偏转分离。第一个模块去除其他血液成分,富集EVs;第二个模块进一步去除其他EV亚群来进一步纯化外泌体。该装置能够有效从全血中分离出外泌体,血细胞去除率超过99.999%。Gu等[103]在一对倾斜的IDT中间加入了一个用圆形聚二甲基硅氧烷容纳环部分封装的液滴,利用声波驱动和流体液滴旋转的协同来实现纳米颗粒的富集和分离,构建了一种液滴声流离心系统。表面声波可以驱动液滴沿其中心轴旋转,使液滴内的内部流动速度和剪切速率放大10~100倍,利用粒子受到的不同声辐射力和阻力使其集中到液滴中心来实现纳米颗粒的富集。从DNA分子到微米的颗粒都可以在此设备中实现快速浓缩。更进一步的双液滴声流离心系统可以分离不同尺寸分布的纳米颗粒,如外泌体亚群。某些受到屏障高强度保护的肿瘤(如脑肿瘤),其在血液中释放的癌症标志物较少。利用超声波可以有效地增强屏障的通透性,从而提高相关癌症标志物的流出量[106108]。具体的作用机制,我们将在接下来的小节中详细描述。

声镊技术利用声辐射力和声流实现粒子的分离和操控,本质上是声场中存在梯度,引起力的作用。声波介导的粒子和流体操纵的声学和流体力学概念、物理原理相关的计算和设计原则,以及声镊设备构建的全面说明请参阅最近的综述[109111]。声镊与声流体学技术在细胞分析、药物筛选与封装,以及细胞直接操作方面都表现出强大的应用前景[112117]。这不仅为声学在肿瘤治疗领域的应用提供了新的突破点,也预示着其在未来医学领域广泛应用的巨大潜能。

3 用于精确给药的超声驱动纳米系统

3.1 生理屏障穿透

为了实现高效的肿瘤治疗,注射的抗癌药物必须首先成功到达肿瘤所在区域。这一过程涉及药物穿越由血管和其他组织构成的生物屏障,还要克服肿瘤内部免疫抑制微环境所形成的阻力。最后,药物必须以充足的剂量在肿瘤细胞周围富集,以保证治疗效果。

对于原发性脑肿瘤或脑转移的患者来说,除了手术切除、全身化疗和放疗之外,治疗选择相对有限。这主要是因为中枢神经系统受到了生物屏障的严格保护,难以进行有效的药物输送,尤其是在面对血脑屏障(BBB)和血脊髓屏障(BSCB)时[19,118]。BBB是一种复杂的生理结构,它由紧密相连的内皮细胞,以及覆盖并包裹的周细胞和星形胶质细胞末端足共同构筑而成。这些组件密切协作,形成了一种高度有序且极具选择性的神经血管单元(NVU)。BBB严格地控制了血液循环与中枢神经系统间物质的双向交换,它有效地阻止了血液中的大部分分子进入脑实质,从而维持神经微环境的稳态[19,119]。BSCB由覆盖于脑脊液表面的脉络丛上皮细胞之间的紧密连接形成,同样可以阻止血液中的大部分物质进入脑脊液,但与BBB相比,BSCB更具渗透性[118]。

在肿瘤进展过程中,BBB会受到破坏,从而形成具有高度异质性的血-肿瘤屏障(BTB)。虽然BTB相较于BBB具有更高的渗透性,但这仍然不足以使药物在肿瘤部位达到充分的积累[6]。药物一旦穿越血管壁,接下来就需要穿过肿瘤微环境(TME)才能最终抵达肿瘤细胞。然而,TME的特性,包括致密的生物基质结构、富含支持肿瘤生长的细胞、存在高间质液压,以及免疫细胞浸润受阻,都可能进一步阻碍药物在肿瘤部位的积累。这些特征共同构成了一个复杂的屏障,使得药物的传输和分布变得更为困难,从而影响了药物的治疗效果[120]。

超声能够可逆性地打开生物屏障,增强药物的渗透性,促进其在肿瘤部位的积累。这种生物屏障开启主要是通过超声介导的超声造影剂空化核的空化来实现的。在低声压环境下,超声造影剂的空化核会与入射超声波同步振荡,周期性膨胀和压缩产生稳定空化。位于BBB附近的空化核会通过膨胀推动相邻的内皮细胞,而通过收缩则会导致内皮细胞衬里内陷。这两种动作都可以对内皮细胞施加机械力,从而打开内皮细胞之间的紧密连接[121122],如图3(a)所示。然而,在高声压环境下,空化核会发生惯性空化,导致剧烈的坍塌而释放出强烈的冲击波、微流、微射流和切向应力,从而导致细胞膜穿孔和大规模的血脑屏障开放。需要注意的是,过于剧烈的惯性空化可能会导致细胞死亡、神经炎症和血栓形成等不良后果[119120]。图3 [121,123126]展示了超声诱导的生理屏障穿透和细胞膜穿孔的代表性策略。

Wu等[123]通过聚焦超声(FUS)和微气泡,可逆地打开血脑屏障来增强他们开发的“一体式”纳米颗粒(AMPTL)向颅内神经胶质瘤组织的递送。AMPTL装载了自噬抑制剂3-甲基腺嘌呤(MA)和抗肿瘤药物紫杉醇(PTX),并通过血管内皮素-2肽修饰获得靶向低密度脂蛋白相关受体蛋白1(LRP1)过表达的神经胶质瘤细胞的能力。AMPTL以ROS响应的方式将负载的药物释放到肿瘤细胞中,阻断自噬并增强PTX诱导的细胞周期停滞和凋亡效果,如图3(b)[123]所示。Yang等[127]利用聚焦超声和微气泡局部打开血脑屏障,向胶质母细胞瘤(GBM)细胞中递送了靶向替莫唑胺相关耐药基因的基因编辑系统聚集规则间隔短回文重复序列(CRISPR)-相关蛋白9(CRISPR/Cas9),下调了替莫唑胺相关耐药基因的表达,增强了替莫唑胺对胶质母细胞瘤的治疗效力。

Liang等[124]制备了吲哚菁绿(ICG)掺杂的微泡(MBs-ICG)。ICG具有明亮的第二近红外窗口(NIR-II)荧光和高效的光热性能。MBs-ICG由于同时具备ICG和气体核心,具有在NIR-II显示出明亮的荧光、高超声对比度和超声诱导的尺寸转换特性。经过聚焦超声的照射,MBs-ICG可以开启BBB,并通过NIR-II荧光同步观察开启过程,MBs-ICG随后转化为脂质ICG纳米颗粒并增强针对胶质母细胞瘤细胞的光热治疗(PTT),如图3(c)[124]所示。由于过强的惯性空化可能会导致细胞损伤,Wang等[125]将膜联蛋白V结合到白蛋白-吲哚菁绿颗粒表面构成近红外纳米探针(AV-ICG-NP),并将探针封装在脂质-PLGA混合微泡的空腔内,构建了名为AV-ICG-NPs@MBs的监测系统,用于评估聚焦超声引导的血脑屏障开放所引发的早期细胞凋亡事件。微泡本身作为空化核,通过惯性空化开启血脑屏障。当微泡塌陷后,AV-ICG-NPs会被释放,能够与凋亡细胞膜上的磷脂酰丝氨酸(PS,细胞凋亡过程的早期标志物)结合,从而指示血脑屏障的损伤程度。同时,可以在微泡内部封装抗氧化剂或神经保护剂,以抑制或逆转由空化引发的损伤,如图3(d)[125]所示。

聚焦超声与微气泡的组合对血脑屏障的开启和脑部药物递送的促进已在临床试验中得到证明,可以有效促进抗体药物和化疗药物进入脑肿瘤区域[128129]。目前正在开发一些先进的用于血脑屏障开启的聚焦超声设备,以更精准可控地开启血脑屏障,促进脑肿瘤患者的治疗[130]。除了微气泡,纳米气泡也具备开启BBB的能力[131132]。相较于微气泡,纳米液滴的惯性空化能力较弱但更持久,因此可能能够以更安全、更有效的方式实现BBB的开启[133]。Curry等[134]将聚(L-乳酸)(PLLA,一种生物可降解的聚合物)制作成具有稳定压电性能的压电PLLA纳米纤维。这种PLLA纳米纤维可以作为一种超声换能器植入大脑,当与微气泡相互配合时可以清晰地观察到血脑屏障开启并增强药物递送效果。同时这种PLLA纳米纤维在预定寿命内运行良好,最终安全自然降解。

在肿瘤进展过程中,会表现出不同于正常组织的生物特征,包括固体应力升高、间质液压力升高、硬度增加、材料特性改变以及组织微结构改变,这些转变会显著影响药物的递送效果[135]。针对被生物屏障高度保护的肿瘤,成功向肿瘤递送药物需要克服三个主要障碍(灌注、外渗和细胞外基质渗透),需要采取相应的策略去克服这些问题[136]。可以通过使用基于物理效应(热、磁场、超声、辐射)或生物效应(酶、细胞因子和小干扰RNA)的方式改变肿瘤的生理条件,降低异常肿瘤微环境的影响;也可以通过化学方法改变和调节纳米药物的可调属性,针对性地改善纳米药物的分布,提升递送效果[137]。

由于BBB和BTB的存在且肿瘤间质流体压力较高,将药物从血流中对流输送到组织中十分困难,此外,肿瘤细胞外基质的黏附作用也阻碍了药物的分散。Curley等[138]发现在磁共振成像引导下的聚焦超声和微气泡介导的BTB/BBB开放可以显著增加间质肿瘤血流流量,这反过来会增强药物在肿瘤组织中的转运。将聚焦超声和微气泡缓解血管和间质运输障碍的能力与阳离子纳米颗粒延长RNA循环和增加细胞摄取的能力相结合,Guo等[139]发现利用阳离子脂质-聚合物杂化纳米颗粒作为siRNA载体,将聚焦超声和微泡作为提高药物渗透性的手段,可以显著提高siRNA在脑肿瘤微环境中的递送。此外,Chen等[140]发现聚焦超声和微气泡诱导的血脑屏障开放可能伴随着免疫抑制性肿瘤微环境转化为免疫刺激性肿瘤微环境,为治疗提供额外益处。

尽管目前已经观察到超声和微气泡的协同作用增强了药物渗透能力。然而,这一改善背后的确切机制仍不完全清楚,需要进一步的详细研究和文献加以支撑。研究报道的一种创新策略是通过将高纯度氧气注入微泡中,靶向缓解肿瘤部位缺氧状态,从而减少免疫抑制的不良影响[141]。

3.2 细胞膜穿孔

超声介导的空化核空化能够突破各种生物屏障,从而确保药物在肿瘤细胞周围有效富集。然而,有些药物需要在肿瘤细胞内部发挥作用,这就要求肿瘤细胞能够跨越细胞膜屏障吸收这些药物。然而,这通常并不是肿瘤细胞的主动行为。为了实现物质向细胞内的有效输送,研究人员已经开发出了一系列的物理渗透方法[142]。其中,声致穿孔技术展现出了巨大的潜力,研究人员已经被证明可以向肿瘤内递送药物、基因等[20,143]。

声致穿孔同样利用超声引导的空化核空化打开细胞膜。在高声压环境下,空化核会发生惯性空化并塌陷,产生的强烈冲击波和微射流作用在邻近的细胞膜上导致细胞膜穿孔[120,142,144]。然而,需要注意的是,由于气泡塌陷过程中会伴随着高温和活性氧等物质的生成,这种声致穿孔模式可能会对细胞活性和药物递送效果产生影响[142]。而在低声压环境下,发生稳定空化的空化核能够诱导流体产生剪切应力。这种剪切应力足以诱导细胞膜瞬时孔隙的形成,但这需要控制气泡尺寸及气泡和细胞的距离[120,144145]。

超声和微气泡介导的声致穿孔已被证明可以有效触发细胞膜孔隙的形成,提高药物递送的效率。对微气泡的声学行为更深入的见解使得我们可以探索出更有利的声致穿孔条件,开发出更安全有效的药物递送方式[146148]。目前,利用超声波和微气泡的组合可以有效提高肿瘤细胞对化疗药物的摄取[149151]。

最近的研究表明,利用基于微气泡的声致穿孔显著增强了各种新型治疗系统的递送,包括无机纳米颗粒、有机纳米颗粒、基因和小分子药物[152153]。细胞内的环鸟苷单磷酸腺苷单磷酸合酶(cGAS)-干扰素基因刺激因子(STING)信号通路,是通过抗原提呈细胞(APC)启动适应性抗肿瘤免疫的关键途径。2',3'环鸟苷单磷酸-腺苷单磷酸(cGAMP)是cGAS-STING通路的天然激动剂,但其特性包括难以进入胞内、血清稳定性差、特异性较低和组织清除速率高。Li等[154]将cGAMP静电结合到生物相容性支化阳离子生物聚合物上形成纳米复合物,并将此纳米复合物连接到靶向APC的微气泡上(修饰有抗CD11b抗体)。在超声的作用下,与APC结合的微气泡发生振荡,使细胞膜产生瞬时孔道,通过声致穿孔将cGAMP有效输送到APC胞质溶胶中,进而激活cGAS-STING通路和下游的炎症反应,活化肿瘤特异性T细胞。Ilovitsh等[155]证实,250 kHz的低频超声可以有效增强微气泡的振荡和空化作用。在体内试验中,将肿瘤细胞靶向微气泡和编码干扰素β的质粒(pIFN-β)混合注射。在低频超声下增强的微气泡空化作用降低了肿瘤细胞的生存能力,同时,pIFN-β借助声致穿孔有效进入肿瘤细胞。IFN-β蛋白的分泌有效促进了免疫细胞群(特别是巨噬细胞和CD8+ T细胞)的募集。

其他超声造影剂也表现出有效的声致穿孔能力,具有不同于微泡的独特优势,如纳米液滴增强渗透性和气泡诱导细胞空化的能力。Dong等[156]构建了可负载质粒的磁/超声响应纳米液滴(PMUNDs),通过脂质包裹分散的超顺磁性氧化铁纳米颗粒和PFP,质粒可以黏附在脂质上,这成功地整合了理想直径和优异的磁靶向能力的优点。在外部磁场下,PMUNDs穿过磁力驱动的渗漏肿瘤血管有效地积聚在肿瘤中。在聚焦超声下,PMUNDs经历了向回声微气泡的相变,随后微气泡的惯性空化诱导了细胞膜上的瞬时孔的形成,显著促进了质粒进入肿瘤细胞。Xie等[126]开发了一种新的基因递送策略,使用超声波借助GVs的细胞内空化,将质粒DNA(pDNA)直接递送到细胞核中。pDNA结合的GVs可被细胞吸收,并在暴露于超声时将pDNA递送到细胞核中。在没有超声的情况下,GVs可以在细胞质中保持稳定,从而实现时间可控的核基因递送。他们通过这种策略实现了E-钙黏蛋白核基因递送的时空控制,证明了其在抑制肿瘤侵袭和转移方面的功效,如图3(e)[126]所示。

此外,声致穿孔也能显著改善其他疾病的给药效果。Belling等[157]展示了一种基于声蒸发的声流控平台,该平台能够将质粒高通量递送到人类T淋巴细胞、外周血单核细胞、造血干细胞和祖细胞。声射流处理的细胞可实现有效的胞质DNA递送。因此,基于声蒸发的声流技术有潜力作为生产基因修饰的免疫细胞的平台,进而促进癌症免疫疗法的发展。当前,使用超声作为非侵入性的体外辅助治疗手段时,声致穿孔的效果已被广泛认可,能够有效提升药物递送的效率[158]。

3.3 控制药物释放

当前,开发刺激响应性药物递送系统已成为优化肿瘤药物递送的研发核心。这类系统能够显著延长药物在血液中的循环时间,实现药物在肿瘤部位的按需和可控释放,同时降低不良反应的发生概率[159161]。这种刺激响应性药物递送系统可以针对内源性刺激(如pH值、活性氧、谷胱甘肽和酶等)以及外源性刺激(如光、热、超声和磁场等)进行响应[159]。超声波具有从体外精确靶向作用特定组织区域的能力。得益于其卓越的生物相容性和在组织中的低衰减特性,超声波能够将充足的能量传递到目标区域,而不对其他组织造成影响。结合超声响应性药物递送系统,超声波可用于实现剂量、空间和时间等不同方面的精确药物递送[21,162]。

根据特定载体的不同响应特性,目前的工作主要可以分为三大类:气泡类超声响应载体(微气泡、纳米气泡、纳米液滴、气体囊泡)、有机纳米系统类超声响应载体(脂质体、聚合物胶束、聚合物囊泡、水凝胶)和无机纳米颗粒类超声响应载体(介孔二氧化硅纳米颗粒、金纳米颗粒、氧化铁纳米颗粒),如表1 [2831,3739,4244,4753,5560,6776,123127,131133,153156,163209]所示。

3.3.1 气泡类超声响应载体

气泡类超声响应载体主要包括微气泡、纳米气泡、纳米液滴、气体囊泡,它们最初作为超声造影剂使用,基本特征已经在前面的小节进行了阐述。最新的研究方向是利用空化作用将它们用作超声响应的药物递送载体,同时,有望实现超声成像、屏障穿透、药物递送一体化。

(1)微气泡。药物可以被直接溶解在微气泡外壳组分中或外壳内部的油层中,或者通过静电作用结合到微气泡外壳表面,也可以直接连接到微气泡外壳的分子上[23]。当微气泡用作载体时,超过临界振幅的声压会导致微气泡外壳破裂,导致药物释放[120,143,145]。

Beguin等[163]利用生物素亲和素作为桥接分子在磁功能化的微气泡的表面负载了抗代谢药物吉西他滨(化疗)和声敏剂孟加拉玫瑰红(声动力疗法),通过将磁阵列和超声换能器组合成一个单元,可以同时在目标部位集中和激活微气泡。体内试验显示相较于用单独的装置或单独的微泡治疗,这种组合模式能够显著提升肿瘤药物递送效果。Ingram等[164]构建了靶向载药脂质体-微气泡复合体系,证明微气泡的存在可以有效增强肿瘤部位化疗药物积累,同时限制正常组织中的生物利用度和毒性。

(2)纳米气泡。由于更小的尺寸可使渗透性增强,纳米气泡可以更有效地实现药物递送,且可同时负载多种药物形成复杂但稳定的系统[210211]。

Chan等[132]将Fe-Pt纳米颗粒与阿霉素一起装载到纳米气泡的疏水核心中,并用转铁蛋白修饰以靶向作用过表达转铁蛋白受体的胶质母细胞瘤细胞。Fe-Pt可以提高磁共振成像图像的分辨率,并且能够利用磁性将纳米气泡引导到肿瘤位置。高强度聚焦超声(HIFU)可以使纳米气泡破裂,对血脑屏障产生瞬态空化作用,使阿霉素进入肿瘤部位。

(3)纳米液滴。纳米液滴的优势在于既可以作为小尺寸的药物载体,又能在相变后产生良好的超声对比度。结合优异的体内外多重响应能力和相变能力,纳米液滴能够实现成像、药物递送等多种功能的集成[63,212]。

Wang等[165]构建了负载吉西他滨前药和PFP的脂质体纳米液滴(SCGLN),具有大小和电荷双重转换的特性。SCGLN进入肿瘤血管后,通过超声刺激PFP的液-气相变从纳米液滴变为微气泡,通过空化作用打开血管壁,随后从微气泡转化为脂质体,并从血管渗出到肿瘤周围。此后,脂质体组分中的二甲基马来酰胺在酸性肿瘤微环境中水解,SCGLN发生负电荷到正电荷的逆转,这种快速阳离子化可以引发SCGLN深入肿瘤实质,并将负载的吉西他滨递送至整个肿瘤。

(4)气体囊泡。气体囊泡具有独特的声学响应性能和强大的惯性空化能力,这使得能够通过设计结合细胞表面受体的气体囊泡来靶向破坏选定的细胞。同时,负载药物分子和气体囊泡的治疗性工程菌可以被气体囊泡介导的空化裂解,并释放共表达的药物分子[166]。气体囊泡已被证实有作为药物递送载体的潜力,可以用于细胞核内基因的递送[126]。更重要的是,由于其独特的稳定性,气体囊泡已被证实有潜力作为氧气载体来缓解肿瘤缺氧。微/纳米气泡在封装氧气时,会产生大的压力梯度和表面张力,从而导致稳定性降低,但气体囊泡不受上述问题影响[213]。

3.3.2 有机纳米系统类超声响应载体

有机纳米系统超声响应载体主要包括脂质体、聚合物胶束、聚合物囊泡以及水凝胶。这类载体系统具有自组装特性,可以将药物封装在其结构内。区别于气泡类超声响应载体,有机纳米系统超声响应载体通常没有气体核心,它们对超声波的反应取决于其自组装结构的特性[23]。

(1)脂质体。脂质体是一种多功能的纳米药物递送平台,可以包封各种疏水性和亲水性的药物并易于进行靶向配体功能化。目前,许多脂质体药物已被批准并应用于医学实践[214]。

Thébault等[167]将血管破坏剂combretastatin A4 phosphate(CA4P)和磁赤铁矿(γ-Fe2O3)纳米粒子共包封在脂质体的水性核心中,构建了负载CA4P的热敏超磁性脂质体(CA4P-UML)。借助磁性将CA4P-UML靶向运送至肿瘤细胞后,使用高强度聚焦超声局部升高温度以达到脂质转化温度(43 ℃左右),并触发CA4P的释放。结果表明这种良好的靶向性和递送效果显著降低了给药总剂量。Zhang等[168]利用类似的策略,构建了瑞西莫特(R848)负载的热敏脂质体(R848-TSLs)。利用超声局部产热,R848-TSLs可以在42 ℃下5 min内释放80%的R848。与热敏脂质体配合的可控靶向热疗的实现主要基于磁共振成像引导的聚焦超声(MRgFUS)。Santos等[169]将MRgFUS介导的加热分为超短(约30 s)的热暴露序列41~45 ℃,而非使用长时间连续高温暴露,改进了靶向热疗的实现方式。他们证明了使用新型分段超短时间高温暴露可以增强阿霉素从热敏脂质体中的释放,并且增强肿瘤组织的摄取。

超声也能够通过基于非热响应的多种机制触发脂质体中药物的释放[170173]。例如,Li等[170]利用中空声敏TiO2壳响应超声产生活性氧的特性,构建脂质体层,实现声控ROS响应型脂质体壳破裂和药物释放,如图4(a)[170]所示。在Batchelor等[172]的工作中,纳米气泡和药物一起被负载在脂质体中,利用纳米气泡的声学响应能力可以触发脂质体的破裂,具体机制可能是因为其中混杂的液滴产生的相变所致。另外,脂质体在脑部抗肿瘤药物递送中显示了很大的潜力[173,215]。

(2)聚合物胶束。聚合物胶束是通过两亲性聚合物自组装形成的。多种疏水性和一定程度的亲水性聚合物嵌段可以进行组合,以实现载药量、稳定性和对癌组织靶向递送效果最优化。药物可以在远端与聚合物缀合以形成具有药理学活性的聚合物系统,这增加了缀合物溶解度和稳定性[216]。影响自组装的嵌段共聚物纳米颗粒的超声响应性的主要因素是溶剂类型和温度。球形胶束属于热力学稳定的固体纳米颗粒,本身对超声不敏感[217]。而这个问题可以通过构建具有超声响应键或其他刺激响应键的胶束分子解决[174176]。

Shi等[175]利用两亲性瓶刷状聚合物右旋糖酐-聚[(寡聚乙二醇甲基醚甲基丙烯酸酯-共聚-寡聚乙二醇甲基丙烯酸酯)]9(POEGMA9)-b-聚[甲基丙烯酸-2-(甲硫基)乙酯]22(PMTEMA22)(DOS)构建了聚合物胶束,将阿霉素和声敏剂嘌呤18共同负载到胶束结构中。DOS中的PMTEMA的疏水性硫醚链可以响应外源超声产生的单线态氧和内源性H2O2,用作结构解体的触发开关,如图4(b)[175]所示。Liang等[176]开发了一种新型的具有超声直接响应能力的嵌段共聚物胶束,此胶束分子以双(2,2′:6′,2′′-联吡啶)钌(II)配合物作为两个嵌段之间的超分子连接,分别连接聚丙二醇(PPG)嵌段与聚乙二醇(PEG)嵌段,其中超声响应性弱键为Ru(II)-联吡啶键。当聚合物胶束暴露在高强度聚焦超声时,连接到吡啶环的不稳定醚键被裂解,两亲性结构被破坏,这进一步导致共聚物胶束的破坏和包封药物的释放。酸响应性聚合物胶束能够在酸性TME中增加药物释放,是开发多响应性聚合物胶束系统的一种有前景的方法[174]。温度响应的聚合物胶束载体同样有用于超声介导药物释放的潜力[216]。

(3)聚合物囊泡。与围绕疏水内核的亲水外壳构成的胶束不同,聚合物囊泡是中空结构,具有一个或多个围绕水性核心的层状双层外壳。聚合物囊泡可以将亲水性药物封装在内腔中,而将疏水性药物融合在膜中,这与脂质体的药物负载方式类似[218219]。D'Angelo等[177]研究了三种基于聚乙二醇嵌段聚己内酯(PEG-PCL)构建的共聚物的基本参数,用以改进共聚物的合成条件,获得最佳粒径和分散指数的共聚物。他们发现使用分子量较小的PEG-PCL嵌段构建的共聚物的药物释放速度更快。与生理条件相比,基于PEG-PCL的共聚物在酸性环境(类似酸性肿瘤微环境)中也表现出更高的药物释放速率。

Wei等[178]通过聚(环氧乙烷)-嵌段-聚[2-(二乙氨基)甲基丙烯酸乙酯]-stat-聚(甲基丙烯酸甲氧基乙酯)[PEO-b-P(DEA-stat-MEMA)]的自组装构建了一种多响应性聚合物体,其中PEO因其良好的生物相容性和较长的体内循环时间而成为亲水性片段;PMEMA因其良好的超声响应性而被选为疏水性片段;pH响应性PDEA用于叔胺基团质子化捕获H+以进行内体逃逸。通过外部超声处理,负载的抗癌药物阿霉素可以加速释放,如图4(c)[178]所示。可以通过设计多种不同的两亲性嵌段共聚物,以适应不同的刺激[179]。聚合物的多种可调节参数,如聚合物嵌段的整体组成、聚合物拓扑结构、膜厚度等,都可影响它们的多功能性和可调性。此外,聚合物也在蛋白质和核酸的递送中取得了进展,并用于众多治疗应用领域[220]。

(4)水凝胶。水凝胶是一种由聚合物相互交联形成的聚合物网络,可以由共价交联的聚合物链组成,也可以通过金属离子介导的静电相互作用来稳定,或者由分子间的非共价相互作用驱动其在水中的自组装。水凝胶的三维网状结构可以吸收大量水分,也可以将药物包裹在其中[221]。多种凝胶类药物递送系统可以在超声辅助下,增强药物释放和递送效果[182183]。

Ca2+交联的水凝胶在超声刺激时可增强药物释放;在未刺激时由于水凝胶网络重新交联,只提供最小的基线程度的药物释放效果。Emi等[180]评估了各种振幅和持续时间的单脉冲和多脉冲超声,对负载有各种药物模型的钙交联的海藻酸盐水凝胶药物释放性能的影响。他们的结果表明,多脉冲超声暴露可以在实现显著的药物释放的同时,将凝胶侵蚀和温度升高保持在适度水平,以避免水凝胶完整性的丧失。Kubota等[181]制备了包封钨颗粒和药物模型的海藻酸钙水凝胶微珠,能够实现时间和剂量双重可控的按需给药。钨颗粒具有高声阻抗特性,可以作为超声响应的释放促进剂。包封的钨颗粒赋予了水凝胶微珠局部声阻抗变化,导致水凝胶微珠对20 kHz的超声波具有高灵敏度,能够有效响应超声,提高药物模型的释放速率。这种水凝胶微珠即使在空化抑制的环境下也能有效响应超声释放药物模型,表明钨颗粒介导的超声响应能力占据主导地位。此外,用聚-L-赖氨酸包覆水凝胶微珠能够控制药物模型的基线泄漏,如图4(d)[181]所示。

3.3.3 无机纳米颗粒类超声响应载体

无机纳米颗粒类载体超声响应载体主要包括介孔二氧化硅纳米颗粒(MSNs)、金纳米颗粒(AuNPs)和氧化铁纳米颗粒[222]。这些无机纳米材料精确配制,可以设计成各种几何形状、结构和尺寸[223]。药物可以吸附或结合到无机纳米颗粒类载体的表面。位于颗粒粗糙表面上的自由溶解气体或界面气态空隙可作为空化核,药物通过超声介导的空化过程实现不可逆地分离[23]。此外,基于半导体材料的刺激响应型药物递送系统也正在开发[224]。

(1)介孔二氧化硅纳米颗粒。介孔纳米颗粒用作药物递送载体的主要优势是具有2~50 nm的有序均匀可调的孔结构、大表面积、高孔隙率和大孔体积,可以为药物分子提供足够的吸附位点。MSNs是研究最广泛的介孔纳米颗粒药物递送系统,因其高生物相容性(亲水性和耐酸性)、可再生的表面(丰富的硅烷醇基团)和优异的载药能力(高表面积和可调的孔结构)而被广泛应用[225226]。

MSNs主要为球形结构,可以通过内部的孔负载各种药物,也可定制成中空结构将药物包裹在核心中[184185,227228]。此外,还可以利用其作为涂层改进其他材料的性质[229230],或者进行表面修饰和用其他物质包裹以增强其性能[231233]。

通常,高度有序的MSNs是基于表面活性剂模板法合成的[225,234]。改变合成过程的条件,可将MSNs定制成各种形状。MSNs的粒径、孔隙率和修饰形状对药物递送行为有很大影响,其表面化学性质还影响血液循环的程度和随后的免疫反应,以及通过特定细胞摄取途径的递送效率[234]。这也是基于MSNs的药物递送系统的重点改进方向,即使用各种组分如聚合物、脂质体等进行表面修饰;引入各种有机物以及金属,修改硅基框架的性质;使用改进的合成方法和新的溶胀剂调节介孔的大小[234235]。

刺激响应性MSNs药物递送系统已广泛应用于各种疾病的诊疗中[226,235236]。介孔二氧化硅药物递送载体能够响应超声,实现按需的药物释放,基于相变触发药物释放是其主要的超声响应机制[184188]。Xu等[189]以SiO2为模板,1,4-二(三乙氧基甲硅烷基)苯为有机硅前驱体,合成了中空的介孔有机二氧化硅纳米颗粒(HMONs),并负载了DOX和PFP以构建备DOX/PFP负载的HMONs(DPHs),然后将DPHs内化到巨噬细胞(RAW 264.7细胞)中并注射进荷瘤小鼠体内。控制温度可以实现PFP阶段性的相变,在37 ℃下,DPH中的PFP蒸发成小气泡,可通过超声成像实时观测RAW细胞介导的肿瘤主动定位情况。药物在肿瘤中积聚后,通过使用1 MHz的高强度聚焦超声处理,液体PFP进一步蒸发成大量大微气泡,以诱导轻度高温(< 45 ℃),然后使巨噬细胞破裂并导致药物释放。约82%的DOX在超声处理后立即释放,而在没有超声处理的情况下仅释放少量药物,如图4(e)[189]所示。

在用药物等分子填充介孔纳米颗粒的孔隙之后,可以用纳米帽结构将这些分子封在孔隙中以防止泄漏。超声的热效应和机械效应可用于刺激各类纳米帽开放,以实现超声刺激响应的药物释放[236]。

MSNs包裹的氟化碳化合物相变后产生的气泡能够为超声成像提供良好的对比度[185,189190]。利用二氧化硅纳米颗粒本身的超声反射/散射能力也能构建非气泡依赖的超声造影剂[193194]。气泡介导的惯性空化也能直接增强抗肿瘤治疗效果[192,195,231]。Lee等[195]将TiO2纳米颗粒掺入胶体MSNs中来制备负载了TiO2纳米颗粒的MSNs(MSTNs),并使用硅烷偶联法将聚乙二醇偶联到表面构建P-MSTNs以延长体内循环。最后使用水包油乳液法将PFH物理封装到P-MSTNs中构建了PFH@P-MSTNs。与P-MSTN相比,PFH@P-MSTNs的PFH气泡可以通过超声照射发生坍塌,从发生产生强大的声致发光能量,并可有效转移到TiO2上,增强ROS的生成,最终实现显著的抗肿瘤效果。

MSNs可以稳定表面的小气穴,产生界面气泡,能够用于增强超声图像的对比度和介导强烈的惯性空化[191192,232]。Sabuncu等[191]使用六甲基二硅氮烷(HMDs)对MSNs的表面进行疏水改性,随后将粒径为约50 nm的蛋白质(重组人血清白蛋白、小鼠血清白蛋白或5%人/小鼠血浆)溶液与疏水性MSNs(hMSNs)混合构建蛋白质电晕稳定化的MSNs。体外和体内降解实验表明,蛋白质包被的hMSNs分别在约1周和约3周的时间内降解,F127聚合物或磷脂稳定化的hMSNs在体外或体内都是不可降解的。同时,蛋白质包被的hMSNs在较低的颗粒浓度下仍表现出较强的空化活性,在相对较低的FUS强度下(50 W、100 W)也能有效消融小鼠A375人黑色素瘤异种移植物肿瘤,而其他稳定层则导致hMSNs没有空化活性,如图4(f)[191]所示。

(2)金纳米颗粒。低强度脉冲超声可以有效促进通过静电作用结合到金纳米颗粒表面的阿霉素释放,金纳米颗粒的温度、直径和表面电势是阿霉素释放行为的主要影响因素[237]。金纳米颗粒不但能作为高效的药物载体,还能增强超声刺激的热和机械相互作用,从而提高肿瘤细胞的敏感性和药物摄取[238]。金纳米颗粒可以定制成各种形状以发挥作用,包括纳米球、纳米棒、纳米锥等[196199,238]。金纳米颗粒还能够在激光的作用下介导气泡生成,进而在促进肿瘤成像和药物递送方面展现出良好的应用潜力[239]。

金纳米锥(AuNCs)的表面空腔可以捕获气体,为超声空化效应提供空化核,因而能作为有效的声催化剂[199]。Kip等[196]研究了超声和AuNCs辅助的低剂量顺铂(Cis)化疗对卵巢癌耐药细胞系二/三维(2/3D)模型的影响。研究发现,AuNCs能够放大超声的机械效应,用于提高细胞膜孔隙率,有效逆转Cis耐药性,提高细胞内Cis积累的浓度。三联疗法在卵巢癌3D细胞模型中,对肿瘤球形成的抑制率达60%。这项研究表明,金纳米颗粒通过自身的超声响应性可以直接增强药物的递送效果。利用金纳米颗粒自身的超声响应性,Bhargawa等[198]在溶菌酶微球(LyMs)的制备过程中掺入了各向异性金纳米棒。在LyMs中加入金纳米棒导致微球外壳的局部密度发生变化,导致其在超声辐射下爆裂。在200 kHz的超声照射下,金纳米棒的加入可以使LyMs的药物释放率从70%提升至95%。

An等[197]构建了一种聚合物纳米颗粒作为载体模型,并在其表面包覆金层,金涂层可以阻断载体与酶或活性氧的接触,抑制注射后载体的生物降解和泄漏。所得的金簇纳米颗粒可用作透明质酸水凝胶的交联剂和声热剂。多巴胺功能化透明质酸可作为聚合物链,与金形成邻苯二酚配位,进行链间/链内交联。金簇表面的尖刺结构有助于高效吸收超声能量,可通过声热效应诱导癌细胞凋亡。随后,金簇可以解离,实现聚合物载体的按需释放。结果表明,在30 W的超声波作用下,负载金的透明质酸水凝胶的温度在3 min内显著升高到53.7 ℃,这一温度变化可导致金簇的解离和随后的载体释放,如图4(g)[197]所示。

(3)氧化铁纳米颗粒。氧化铁纳米颗粒已经在临床上使用了大约90年,其安全性、可观的临床实用性和多功能性得到了充分证明[240]。氧化铁纳米颗粒可以定制成多种尺寸,超小尺寸的氧化铁纳米颗粒具有良好的渗透增益并且仍显示出优异的磁共振成像性能[153,200201]。同时,氧化铁纳米颗粒可以被其他材料包裹,用于修饰其他材料以改进性能[202203]。此外,对氧化铁纳米颗粒直接修饰可以赋予其靶向能力和刺激响应能力[153,201,204]。将氧化铁纳米颗粒引入其他聚合物系统,可构建包括核壳纳米颗粒、超顺磁性聚合物胶束和超顺磁性聚合体的药物递送系统[241]。

尽管有研究表明氧化铁纳米颗粒本身有超声响应能力,如增强超声介导的活性氧产生[222],但在超声响应的药物递送系统中加入氧化铁纳米颗粒的主要目的,是利用其介导MRI显影、磁靶向和磁热效应触发药物释放的能力,构建一种具有多响应性和多模式成像功能的药物递送系统。微气泡、纳米气泡或者纳米液滴与超顺磁性氧化铁纳米颗粒结合,可以构建性能优异的超声核磁共振双模式成像的造影剂[38,205206],同时,含有超顺磁性氧化铁纳米颗粒的超声响应药物递送系统可以借助良好的磁靶向能力和超声响应释放能力,更有效地实现药物在肿瘤部位的富集[156,171]。此外,氧化铁纳米颗粒在基于超声和活性氧的肿瘤治疗研究中也发挥了重要作用[208209]。

氧化铁纳米颗粒具有良好的药物负载能力且易于实现靶向修饰[242243]。氧化铁纳米颗粒的药物负载方式包括药物分子与氧化铁纳米颗粒表面分子的共价连接,或者通过静电相互作用、疏水性和亲水性相互作用等物理相互作用介导药物分子在氧化铁纳米颗粒表面结合。可以用聚合物或涂层对氧化铁纳米颗粒进行表面改性,以更好地负载药物[244]。

基于氧化铁纳米颗粒的纳米系统具有良好的药物负载能力,Jia等[153]通过溶剂热法合成了由柠檬酸稳定的尺寸为3.2 nm的超小型氧化铁纳米颗粒,用乙二胺表面改性引入胺基,然后用对苯甲醛交联以生成含有酸性pH敏感的苯甲酸亚胺键的纳米团簇,这些纳米团簇可以用于阿霉素的吸附和pH响应的释放。Ferumoxytol(FH)是一种直径约为30 nm,由磁铁矿赤铁矿氧化铁核和羧甲基葡聚糖多糖链外壳层组成的纳米颗粒,已被临床批准用于治疗缺铁性贫血。Stater等[207]利用FH作为载体,将疫苗佐剂单磷酸脂质A稳定地捕获在FH的碳水化合物外壳内,这个过程不需要额外的化学修饰。该方法利用FH被动靶向的能力将药物递送至肿瘤相关巨噬细胞和其他TLR4+特异性吞噬细胞。

3.4 响应性药物激活

机械化学可以被定义为一种利用机械能驱动化学键重排的反应方式,它并不依赖于传统的热能或电力激活[245]。尽管常见的触发机械化学反应的方法,如研磨、压缩、拉伸等,不适用于药物递送系统的激活,但超声波的应用却为这个领域带来了新的可能性。超声波能够传递机械力,这使得可利用超声波在体内产生机械刺激,进而驱动化学键的断裂和分子构象的改变[246247]。

利用聚合物机械化学性质,我们能够将药物分子与对超声敏感的机械载体相结合,以实现对超声刺激的响应性释放[22,248249]。为实现这一目标,需要使用具有超声响应键的分子作为机械载体,这些载体通常是具有良好生物相容性的大分子支架。机械载体的设计策略通常是在较稳定的聚合物骨架中引入一些不稳定键或序列,这些不稳定键或序列能够在超声惯性空化产生的强大剪切应力下断裂或变化。将这些不稳定键或序列设计为潜在断裂位点,就可以通过超声激活机械载体中药物分子的精确释放[22,250]。通过调节不稳定键的强度和构型、被激活的链的分子量和聚合度,以及聚合物形状和结构等,可以改变机械载体的响应性质,实现“按需定制”[23,249]。

已报道的机械化学转变涵盖了小激活势垒上的简单构象转变、弱相互作用(如范德华力、π-π相互作用、离子键和氢键)与配位键的破坏,以及共价键的断裂[245]。本节以基于共价键断裂和基于非共价键断裂设计的超声响应载体为例,介绍超声驱动的响应性药物激活领域最新进展。

3.4.1 共价键断裂型载体

用于超声响应药物激活的聚合物通常会分解成更小的低聚物,通过合理的设计,在分解的过程中释放小的生物活性分子是一项重要目标[22]。Huo等[251]使用超声波实现不稳定共价键和弱非共价键的受控断裂,从非活性大分子或纳米组装体中激活药物,证明了超声波通过机械化学手段激活药物释放的潜力。在不稳定共价键的受控断裂策略中,喜树碱(一种单萜生物碱抗癌药物)被结合在以二硫化物为中心的聚合物中,接头为二硫化物β-位置的碳酸酯。随后,超声产生的机械力刺激导致分子内5-exo-trig环化,喜树碱从其β-碳酸酯接头中释放。利用类似的策略可以激活吉西他滨的释放,这显示了基于机械化学诱导的5-exo-trig环化的超声响应药物激活系统的通用性[252]。

以二硫化物为中心的聚合物不但可以作为载体,还能作为“钥匙”。Shi等[253]发现,以二硫化物为中心的聚合物断裂时,断裂处的硫基会生成硫醇。通过超声诱导的机械化学产生的硫醇封端聚合物,可以在糠化药物和乙炔二羧酸衍生物的Diels-Alder加合物中发生Michael型加成,随后可通过逆Diels-Alder反应引发小分子药物(如呋塞米以及呋喃化阿霉素)的下游释放,如图5(a)[253]所示。类似的设计也可直接用于超声机械力促进的其他小分子的释放[254]。基于不同的不稳定共价键和定制的结构设计,可以按预期目标实现小分子药物的激活。Sun等[255]报道了超声促进降冰片烯-2-烯-7-酮释放一氧化碳的独特机械化学反应,这提示了利用类似手段实现超声促进的气体成像和治疗的可能性,如图5(b)[255]所示。

3.4.2 非共价键断裂型载体

目前,基于非共价键断裂构建的超声驱动型药物激活载体主要依赖于核酸适体超结构和超分子组装体[22]。

在Huo等[251]的弱非共价键的受控断裂策略中,抗生素新霉素B和巴龙霉素被结合到核酸适体重复单元组成的多聚体中。随后,超声施加的机械力破坏了多聚体中非共价相互作用(如氢键或静电相互作用),导致磷酸二酯RNA骨架的共价键断裂和分解,并伴随药物的释放。在他们的另一种弱非共价键的受控断裂策略中,将万古霉素(Van)与其氢键互补肽靶序列Cys-Lys-Lys(Ac)-D-Ala-D-Ala(DADA)作为超分子结合基序,与聚(乙二醇)甲基丙烯酸酯聚合物链和AuNPs,或两个AuNPs连接起来。随后,通过超声施加的机械力破坏Van和DADA的结合,促使药物释放[251]。基于Van和DADA的机械响应对,构建接枝聚合物刷的结构可能是一种提高药物负载量和机械化学效率的有效方法,如图5(c)[256]所示。此外,AuNPs还是超声波剪切力传递的关键角色。

Küng等[257]报道了一种基于超分子组装体的超分子笼结构,使用六个聚乙二醇修饰的联吡啶配体组装八面体笼,八面体笼每个顶点上带有的聚乙二醇链可以传导超声施加的剪切力。每个八面体笼可以将一分子的孕酮或两分子的布洛芬包裹在其疏水性纳米腔内,并通过水溶液中超声产生的剪切力激活,从而在破裂时完全释放药物,如图5(d)[257]所示。

除了用于药物激活,超声驱动的机械化学策略也能用于调节生物大分子(如酶和DNA)的结构和活性[259261]。为将超声传递的机械力有效传递到蛋白质上,Zhou等[261]通过基因工程,在增强折叠稳定性的突变蛋白超折叠绿色荧光蛋白(sfGFP)的第10和第11条β链之间的环中引入了类弹性蛋白多肽链,其作为一个长而可拉伸的区域可以响应剪切力的影响。当施加超声时,改造后sfGFP的β桶的第11条β链会失稳,导致绿色荧光消除,但保留蛋白质二级结构。应用此策略,他们实现了对胰蛋白酶活性的控制。使用超声诱导的剪切力作为触发因素来实现基因工程蛋白的活性开关的策略为后续基于声遗传学的超声治疗提供了参考。

4 用于有效肿瘤治疗的超声驱动纳米系统

4.1 声动力疗法(SDT)

SDT是一种基于声敏剂响应低强度超声波生成ROS,进而杀伤肿瘤细胞的治疗方法。相较于光动力疗法,SDT提供了一种非侵入性的治疗手段,它不仅具备更出色的时空分辨率和更深的组织渗透深度,而且治疗后的副作用更为轻微。SDT的显著优势源于低强度超声波的精准聚焦特性以及声敏剂对超声的高效响应机制[262]。迄今为止,已经有研究报道了多种声敏剂,包括无机声敏剂(基于贵金属、基于过渡金属、基于碳和基于硅的声敏剂)和有机声敏剂(卟啉和酞菁、黄素化合物、吩噻嗪类化合物、氟喹诺酮类抗生素等)[263264]。

声敏剂响应超声产生ROS的主要机制是声致发光和热解,这是由于超声空化引起的微泡的快速破裂伴随着声致发光和放热现象。当声敏剂吸收声致发光的能量时,它们从基态跃迁到高能状态,产生电子空穴(e-/h+)对,进而产生ROS [264265]。产生的电子和空穴可以通过催化O2和H2O产生ROS(1O2、·OH、·O2-)[263]。在热解机制中,微泡破裂产生的高温和高压可以通过水的热解产生自由基(·OH),声敏剂与H+或OH-反应,产生更多的ROS [263,266]。

为了避免疏水性导致的聚集并提高其输送效率和靶向能力,声敏剂通常需要被包裹在纳米载体中,或直接制备成具有声敏剂样性质的纳米颗粒进行递送。

Dong等[267]以CaCO3纳米颗粒为模版,在外层包覆由声敏剂meso-四(4-羧基苯基)卟啉(TCPP)和铁离子配位组成的中空金属-有机骨架,并在制备过程中同时载入谷胱甘肽(GSH)生物合成抑制剂L-丁硫氨酸-亚砜亚胺(BSO),得到BSO-TCPP-Fe@CaCO3。BSO-TCPP-Fe@CaCO3响应肿瘤微环境的酸性pH,解离并释放Ca2+和BSO。通过诱导细胞内Ca2+超载导致的线粒体损伤、BSO介导的GSH耗竭和TCPP及超声波介导的SDT,赋予协同氧化应激增强,导致显著的细胞死亡,如图6(a)[267]所示。Yin等[268]在介孔有机二氧化硅纳米颗粒(MONs)的介孔中依次装载声敏剂原卟啉(PpIX)和L-精氨酸(LA),利用LA中的胍基团能够与CO2化学结合的特性捕获CO2,合成了MON-PpIX-LA-CO2。在酸性肿瘤微环境或低强度超声的作用下,CO2从LA解离形成气泡并增强超声介导的惯性空化,从而最大限度地增强PpIX在超声触发下的ROS生成能力。持续的惯性空化还增强了药物在肿瘤中的积累,反过来促进了ROS的产生,从而进一步有利于SDT对抗原发性肿瘤,如图6(b)[268]所示。为了克服常规TiO2纳米颗粒中ROS的低量子产率问题,Liang等[269]在中空介孔TiO2纳米颗粒的表面通过真空金属溅射沉积技术沉积了Pt层,并进一步通过氢化还原在TiO2纳米颗粒表面构建了一个缺氧层,最后在TiO2的空腔中包裹了另一个声敏剂DOX,得到负载阿霉素的氢化中空铂-二氧化钛纳米颗粒(HPT-DOX)。无序壳层和沉积的Pt纳米颗粒都可促进电子(e-)和空穴(h+)在超声辐照下,从TiO2能带结构中分离,并双向增强量子产率。Pt纳米颗粒还能在缺氧环境中发挥类似催化酶的作用,产生O2,解决肿瘤缺氧问题并为ROS生成提供了充足的氧源。DOX作为一种化疗药物可以进入细胞核杀死细胞,也可以用作声敏剂通过超声辐射生产1O2。HPT-DOX在超声辐照下的协同增强化学声动力学治疗,具有优异的抑制肿瘤生长能力。

上述工作展示了SDT药物递送系统的先进设计策略,并且体现了目前增强SDT疗效的改进方向,包括缓解缺氧、增强空化效应、消耗GSH以及与缺氧激活的化疗药物结合[272]。开发更高效的声敏剂并结合先进的超声设备将促使SDT向更高效的治疗方向发展[273274],与其他肿瘤治疗方法的整合可以进一步发挥SDT的优势并弥补其不足[275276]。

构建多功能的SDT药物递送系统是目前的发展趋势,其目的是实现多模式成像引导和增强药物渗透能力。Pan等[277]以沸石咪唑骨架为模板,通过原位生长Mn2+合成了双层中空硅酸锰纳米颗粒(DHMS)。Mn可通过改善电子-空穴分离提高ROS的产生效率,也可以作为催化剂与肿瘤微环境中的H2O2反应产生O2,因此,DHMS具有强大的超声和磁共振成像能力。铁的掺杂也能赋予材料良好的磁共振成像能力[278]。通过超声和气泡的协同作用使得血脑屏障打开,SDT药物递送系统能够有效地穿透血脑屏障[279]。同时,SDT药物递送系统也能利用血脑屏障自身的分子识别和转运机制进行有效渗透[280281]。

4.2 声遗传疗法

利用具有机械或热响应特性的生物组件作为执行器,超声可以直接操纵细胞活动。基于这一原理,研究人员开发了一种名为声遗传学的开创性技术,证明了其直接调节神经元功能的能力[282283]。声遗传可以实现不同的神经活动模式的调节进而驱动动物整体行为的变化。Ibsen等[284]利用低压超声波和微泡组合,放大超声波诱导的机械刺激,实现了表达瞬时受体电位通道4(TRP-4)离子通道的神经元的特异性激活,进而实现了秀丽隐杆线虫的神经回路和特定行为的控制。这也是第一个提出声遗传学概念的研究。

与光遗传学使用光来刺激光敏蛋白和化学遗传学使用小分子化合物激活特异性受体的方式类似,声遗传学利用超声波诱导的机械力激活机械敏感离子通道蛋白来调节特定细胞的活动,并选择性地诱导细胞事件。与需要植入光纤的光遗传学和需要体内注射小分子化合物的化学遗传学相比,声遗传学使用的超声波是非侵入性的,并且可以准确地聚焦在几立方毫米的目标区域上,并且穿透骨骼和深层组织的能量损失很小[285287]。

声遗传学的确切机制尚未完全明确,目前的研究认为该机制与机械敏感离子通道对超声产生的机械力(如剪切力)的响应有关,这种响应会导致离子通道发生结构转变,从而允许离子流入细胞。Yoo等[288]证明超声波主要通过对细胞施加直接的机械作用实现神经元细胞的激活,他们通过设置超声参数来排除温度升高、空化或细胞大规模变形的影响。超声波的机械作用导致特定的钙通透机械敏感离子通道[瞬时受体电位多囊蛋白1/2(TRPP1/2)、瞬时受体电位标准蛋白1(TRPC1)和Piezo1]开放,这些机械敏感离子通道的激活可以导致细胞内钙离子的积累,而钙离子进一步触发其他通道[瞬时受体电位黑色素瘤相关蛋白4(TRPM4)、T型通道]的打开,并导致更大的反应。Duque等[289]证明,哺乳动物蛋白质人瞬时受体电位锚蛋白1(hsTRPA1)可以赋予细胞对超声的敏感性(如293T和啮齿类动物神经元),这使其成为在哺乳动物细胞中建立声遗传控制的有前景的机械敏感离子通道。同时,他们强调了hsTRPA1的N-末端尖端区域与细胞膜中的胆固醇之间的相互作用的重要性,以及目标细胞中完整的肌动蛋白细胞骨架的重要性。这项研究揭示了声遗传在操控各种细胞方面的广泛应用潜能,而不只局限于神经元。

声遗传可以进一步分为热声遗传学与机械声遗传学,具体分类取决于离子通道主要响应超声引发的热效应还是超声诱导的机械刺激。迄今为止,在声遗传的应用中,已确认数类机械敏感离子通道可以响应超声引发的机械刺激产生构象改变,这些通道包括TRP-4、极大电导机械敏感通道(MscL)、极小电导机械敏感通道(MscS)、双孔域钾离子通道(K2P)家族、Piezo及部分电压门控通道(VGCs) [290]。而瞬时受体电位香草酸亚型1(TRPV1)等离子通道则可以对超声的热效应作出响应[291]。目前已有研究报道了不同超声参数可激活相同类型的离子通道[290],这种差异可能源于使用不同的超声设备,缺乏一个统一的理论框架来预测激活条件。在哺乳动物细胞中应用声遗传学需要仔细考虑多个因素,包括膜组成的多样性、细胞膜骨架的结构完整性、离子通道响应的有效性和超声能量传递的效率[289,292294]。为改进这一技术,潜在的方法包括利用微泡或气泡来放大超声的机械力,并设计更具响应性的机械敏感离子通道变体[292,294295]。

由于声遗传学在细胞控制方面有良好潜力,其已经被探索用于肿瘤治疗。He等[296]使用纳米凝胶作为载体来实现MscL质粒和转染试剂聚乙烯亚胺(PEI)递送到肿瘤细胞中,目的是通过超声激活MscL,诱导细胞内Ca2+过载,并启动肿瘤细胞的凋亡。在黑色素瘤小鼠模型中,由声遗传技术诱导的肿瘤细胞凋亡成功地促进了免疫细胞的激活,并提高了小鼠的生存率。Wang等[297]向不同的肿瘤细胞系(HeLa、B16和4T1)转染I92L-MscL质粒(MscL突变体,比野生型具有更好的超声灵敏度),发现基于MscL的声遗传技术是一种稳定且有效的工具,可以提高细胞内钙离子水平,并诱导肿瘤细胞的凋亡。

除促进肿瘤细胞的死亡外,声遗传学也被用来触发免疫细胞中的特定事件。为了证明声遗传学可以被开发为一种远程和非侵入性地调节哺乳动物细胞中工程遗传回路的通用方法,Pan等[292]设计了一种特殊的T细胞,其与微泡物理耦合,并且在嵌合抗原受体(CAR)基因序列的上游加入了活化T细胞核因子(NFAT)反应元件。当对这些修饰后的CAR-T细胞施加超声波时,微泡放大了超声的切应力并可达到Piezo 1的激活阈值,随后的钙激活钙调磷酸酶去磷酸化NFAT,去磷酸化的NFAT结合到CAR基因的上游并开始表达。最后,这种特殊的T细胞在声遗传的作用下成功地武装了CD19以实现肿瘤细胞的杀伤。

虽然机械声遗传学相关研究已有一定进展,但新兴的热声遗传学在癌症治疗中展现了良好潜力。使用温度依赖性转录抑制因子作为生物开关,Chen等[298]和Abedi等[299]分别在细菌中设计了干扰素γ(IFN-γ)和α细胞毒性T淋巴细胞相关抗原4(αCTLA-4)与α程序性死亡配体1(αPD-L1)的温度驱动的遗传回路。随后,利用聚焦超声使温度达到抑制因子的阈值温度,从而促进基因表达。这些研究通过细菌和超声的结合,开发了一种时空精准可控的基因表达策略。

直接根除肿瘤细胞和增强免疫细胞功能是肿瘤治疗的两个主要目标。到目前为止,声遗传疗法在这两个领域都取得了重大进展。

4.3 其他超声波疗法

除了声动力和声遗传治疗,超声直接驱动的肿瘤疗法还包括声机械、声压电以及声热疗法[16]。声机械、声压电以及声热效应的机制和多种应用已在前文中涉及,例如,超声诱导的机械力可以开启生理屏障和细胞膜,并分离肿瘤标志物;压电效应可以直接产生各种超声波用于肿瘤诊疗;超声传递的热量可以促进药物从载体中释放,催化声动力治疗中ROS的产生。声机械、声压电以及声热效应也可以直接应用于肿瘤治疗。

(1)声机械疗法。超声介导的机械刺激可以产生多种力,如气泡振荡引起的声压缩和张力、微流引起的声压缩、微射流产生的声压缩和剪切力、脂质膜结构过氧化产生的诱导剪切力等,这些机械力可以直接损伤癌症细胞以诱导凋亡或非凋亡性细胞死亡[247]。超声造影剂出色的超声响应特性使其成为声机械治疗中理想的机械力传导介质[300301]。

Bar-Zion等[300]发现GV作为自由气泡形成空化核。使用聚焦超声可以以毫米精度激活肿瘤细胞靶向的GVs或工程菌内基因表达的GVs,而GVs介导的空化可以有效杀伤肿瘤细胞或裂解工程菌。为验证GVs用于声机械疗法的可行性,他们构建了表达GV的大肠杆菌Nissle 1917(EcN),这是一种能够有效地进入到实体肿瘤中心部位的肿瘤穿透细菌。当利用超声波激活肿瘤中EcN携带的GV时,会产生局部的空化效应,从而对肿瘤组织产生机械性破坏。这种方法不仅可以降低肿瘤的生长速度,还可以延长小鼠的平均存活期。

(2)声压电疗法。超声激活的压电纳米材料涵盖多种无机和有机介电化合物,当它们受到机械刺激时会发生电极化,或在施加电场时会产生应变。在无机化合物中,压电性是由于离子物质的相对位移而产生的,而有机材料中的分子偶极子则发生了重新定位。这类材料的典型包括非铁电压电材料氧化锌(ZnO)、铁电材料钛酸钡(BaTiO3)和合成有机聚合物聚偏二氟乙烯(PVDF)[302]。利用压电材料的超声响应性也能够为植入式医疗设备供电[303]。

Zhu等[304]利用超声作为微观压力源,在压电四方相BaTiO3(T-BTO)的催化介导下产生ROS,并用于压电催化肿瘤治疗。在周期性的超声波振动刺激(施加随频率/时间变化的微观压力)下,T-BTO中极化电荷与积累的屏蔽电荷之间的潜在平衡被破坏,电子-空穴对不断地被压电性分离,从而形成了一个强内电场并出现表面带电现象,由此诱导产生的表面电子/空穴将有效地催化ROS的生成。体外实验表明T-BTO可在超声触发下产生毒性羟基自由基(·OH)和超氧化物自由基(·O2-)。体内肿瘤异种移植物评估表明,包埋T-BTO纳米粒子的热敏水凝胶可以显著诱导超声触发的细胞毒性和压电催化肿瘤根除,且T-BTO的体内治疗生物安全性较高。此外,Hoang等[270]利用金纳米颗粒修饰聚乙二醇涂覆的ZnO纳米棒,将其作为声压电治疗的压电催化剂。在超声波照射时,ZnO纳米棒中受热激发电子和空穴通过压电极化分离并积聚在表面,催化ROS的产生;沉积在表面的金纳米颗粒作为类Fenton催化剂提高了ROS的压电催化产生效率。促氧化药物荜苃酰胺(PL)的加入进一步验证了化学-压电催化联合治疗的有效性,如图6(c)[270]所示。

(3)声热疗法。在癌症治疗中,加热具有显著的治疗效果。热疗通过将肿瘤部位温度升至39~45 ℃以增加肿瘤细胞对放疗和化疗的敏感性,而热消融利用超过50 ℃的温度直接破坏肿瘤细胞,这两种方法在临床治疗中均得到了广泛的应用[305]。高强度聚焦超声是一种非侵入性的肿瘤热消融技术,目前已经用于各种实体恶性肿瘤的临床治疗。将磁共振成像、超声成像、高强度聚焦超声结合,可以在消融过程中实现实时成像[306]。声热治疗旨在利用纳米系统的声热转换能力,结合低强度超声,实现更精准的体内热疗,从而最大限度地减少正常组织受到的非特异性热损伤。

Qi等[271]利用“B-H”界面限制的配位策略,合成了透明质酸功能化的单原子铜分散于锌(II)硼咪唑骨架衍生的纳米立方体(HA-NC_Cu)。在低强度超声照射下,HA-NC_Cu通过分子间晶格振动表现出优异的声热转换性能。此外,HA-Nc_Cu还可以在细胞内通过pH/H2O2/GSH三活化生物催化反应通过分解内源性H2O2产生·OH。体外和体内评估证实,HA-NC_Cu诱导的声热-催化协同策略可以有效抑制MDA-MB-231荷瘤裸鼠的肿瘤增殖并提高其存活率,如图6(d)[271]所示。Yang等[307]合成了富含氧空位的BiO2-x 纳米片,低频超声能够有效触发BiO2-x 纳米片的压电效应,从而生成ROS。此外,低频超声还可以诱导BiO2-x 纳米片中的电子运动,进而引发声子/晶格的热振动,最终产生快速且显著的声热效应,实现压电催化和声热疗法的协同结合。

5 结论与展望

本文系统地归纳总结了近年来超声技术联合纳米医学在肿瘤诊疗领域的重要进展,重点聚焦于将超声技术和纳米医学的优势交叉融合的前瞻性研究,旨在为读者清晰、系统地展示超声赋能的纳米医学的创新潜力和应用前景,同时概述在未来肿瘤诊疗中可能形成的研究框架和方向,以期推动该交叉领域的进一步发展和临床转化。超声技术与纳米医学结合能够显著放大两者的优势。利用超声波出色的编码信息和传递能量的能力,可引导和激活经特殊设计的纳米系统,从而实现癌症诊疗过程中的多种关键目标,包括肿瘤分子成像、肿瘤标志物分离、生理屏障穿透和跨细胞膜进入、药物响应性释放和激活以及声能量转化驱动的肿瘤治疗,这些为未来的癌症医学治疗提供更为广阔和有效的解决方案。从长远来看,推动超声赋能的纳米医学在肿瘤诊疗应用中的进一步发展和临床转化,仍需付出巨大且持续的努力,这包括但不限于以下几个关键方向。

(1)深化对超声波物理特性的理解,以推动超声设备与超声应用方式的持续优化,更精准、更高效地实现诊疗目标。

发展更先进的成像和信号分析技术(如谐波成像技术、对比增强成像技术),以显著提升图像的分辨率和对比度,改善成像质量,最终逐步实现动态实时成像和肿瘤分子水平的精细成像。

推动集成化多模态成像设备的研发与临床应用。将超声波与核磁共振成像、光学成像等不同领域的先进技术结合,以提供更全面和更精准的诊断信息,实现多种物理刺激方式的组合调控。

进一步提升超声波发射设备的精准度,优化超声波的发射与接收技术。超声波更精准地定位和评估目标组织,有助于降低非特异性组织的升温和潜在损伤,可进一步提高超声诊断和治疗的安全性。

(2)对超声波和纳米系统相互作用的机制进行更深入的研究。

明确超声波触发气泡发生稳定空化或惯性空化过程中的边界条件,理解气泡尺寸、超声强度等关键参数间的具体关联。研究如何调控这些参数,以构建灵敏度更高、适用性更广的气泡纳米系统,从而有针对性地控制空化的强度,并避免不必要的损伤效应。

完善不同类型超声波的声流和声辐射力的理论模型,优化超声波对不同尺寸的微观系统(肿瘤标志物、纳米颗粒、细胞等)施加声辐射力影响的作用模型,基于这些模型,进一步指导超声发射设备的设计与构建,以实现对体外的粒子乃至体内的纳米系统及细胞的精准操控。

开发新型超声响应型药物载体,探索新型超声响应型化学键,综合超声的多种效应(如相变、热解、ROS响应等),设计新型药物载体和化学键组合以实现不同模式的超声响应能力。通过这些新型设计,达到更高效的药物响应性释放,或构建更可控、更稳定的药物缓释平台。

深入研究声动力、声遗传、声机械力、声压电和声热治疗的具体机制。例如,详细解析不同类型声敏剂的ROS生成机制、机械敏感离子通道的超声响应性开放机制、声能到机械能的转换机制、声压电效应机制,以及声热转换机制。基于这些深入的机制研究,推动更为高效和精准的超声治疗系统的开发与应用。

(3)深化对纳米系统在生物体内的效应和动力学行为的研究。

探究纳米系统在生物体内的分布、转运以及清除机制,旨在绘制纳米系统在体内的完整生命周期图谱。这涉及在更长的时间跨度范围内系统地评估纳米系统的生物相容性和潜在毒性,这一步骤是推动纳米医学向临床转化的关键环节。

深入研究纳米系统与细胞及生物大分子(如蛋白质和核酸)的相互作用机制。这包括明确纳米系统的细胞吸收过程以及可能产生的生物效应,分析纳米系统在不同表面修饰下对不同细胞和组织的选择性和靶向性的影响,并以这些信息指导设计具有更好靶向和内化能力的纳米系统。

系统研究纳米系统的药代动力学和药效动力学行为,以便更精准地预测和优化纳米药物的给药方案及治疗效果,同时探讨纳米系统在复杂生物环境下的稳定性和生物可降解性,从而准确评估其作为药物载体或治疗工具的长期效应和可持续性。

(4)解决超声纳米医学临床转化面临的挑战。

生物安全性仍是超声纳米医学临床转化的核心问题,必须严格监测纳米系统在不同器官和组织中的分布情况及潜在毒性效应。可能的解决方案包括:采用符合临床标准的制剂配方与生产工艺;提升纳米系统的循环效率与靶向精度;以靶向控释方法替代高剂量注射方案。

超声技术的临床可行性取决于其安全性与有效性,其关键在于精准控制超声设备的频率与功率参数,以及实时监测治疗区域温度变化及潜在组织损伤。突破这些技术瓶颈将有助于推动开发适应性更强、精确性更高且成本效益更优的超声设备,同时可增强纳米系统的超声响应灵敏度。

动物模型的拓展与多样化至关重要。现有小鼠模型可能存在局限性,需在更大型的动物模型中开展深入研究,以更真实模拟人体对治疗的反应,为临床试验及最终临床应用提供不可或缺的安全性与有效性数据。

我们对超声技术与纳米医学交叉融合的广阔前景充满信心。超声技术在医学中的应用非常广泛,包括超声诊断成像、超声引导的穿刺和活检以及高强度聚焦超声介导的消融治疗等,数十年的技术积累为超声波诊疗应用奠定了坚实的基础。与临床诊疗中应用的光学、磁共振和放射性技术相比,超声的优势非常显著,如高度的安全性、设备便携而灵活、成本效益显著、具有无痛和非侵入性的特点,以及能高灵敏度地提供实时和动态的医学图像。纳米医学致力于开发纳米尺度的诊疗系统,能够实现比传统药物治疗模式更精准、更高效的药物递送,优化药物的生物利用率,并能最大限度地减少潜在副作用。不同的纳米材料具有其独特的结构和性质,可通过精细地设计和调控,使纳米医学可以针对不同的疾病、不同的诊疗目标乃至患者个体需求,设计高度定制化的治疗方案。超声技术和纳米医学的跨学科联合将会开启肿瘤诊疗领域的新篇章,为个性化的精准医疗策略提供强有力的工具支持。

参考文献

[1]

Siegel RL, Miller KD, Wagle NS, Jemal A. Cancer statistics, 2023. CA Cancer J Clin 2023;73(1):17‒48. . 10.3322/caac.21763

[2]

Feng R, Su Q, Huang X, Basnet T, Xu X, Ye W. Cancer situation in China: what does the China cancer map indicate from the first national death survey to the latest cancer registration? Cancer Commun 2023;43(1):75‒86. . 10.1002/cac2.12393

[3]

Martínez-Reyes I, Chandel NS. Cancer metabolism: looking forward. Nat Rev Cancer 2021;21(10):669‒80. . 10.1038/s41568-021-00378-6

[4]

Fane M, Weeraratna AT. How the ageing microenvironment influences tumour progression. Nat Rev Cancer 2020;20(2):89‒106. . 10.1038/s41568-019-0222-9

[5]

Cullin N, Azevedo Antunes C, Straussman R, Stein-Thoeringer CK, Elinav E. Microbiome and cancer. Cancer Cell 2021;39(10):1317‒41. . 10.1016/j.ccell.2021.08.006

[6]

Arvanitis CD, Ferraro GB, Jain RK. The blood-brain barrier and blood-tumour barrier in brain tumours and metastases. Nat Rev Cancer 2020;20(1):26‒41. . 10.1038/s41568-019-0205-x

[7]

Rozenblatt-Rosen O, Regev A, Oberdoerffer P, Nawy T, Hupalowska A, Rood JE, et al. The human tumor atlas network: charting tumor transitions across space and time at single-cell resolution. Cell 2020;181(2):236‒49. . 10.1038/s41587-020-00812-4

[8]

Liu X, Xia S, Zhang Z, Wu H, Lieberman J. Channelling inflammation: gasdermins in physiology and disease. Nat Rev Drug Discov 2021;20(5):384‒405. . 10.1038/s41573-021-00154-z

[9]

Jiang X, Stockwell BR, Conrad M. Ferroptosis: mechanisms, biology and role in disease. Nat Rev Mol Cell Biol 2021;22(4):266‒82. . 10.1038/s41580-020-00324-8

[10]

Snyder AG, Oberst A. The antisocial network: cross talk between cell death programs in host defense. Annu Rev Immunol 2021;39(1):77‒101. . 10.1146/annurev-immunol-112019-072301

[11]

Holder PG, Lim SA, Huang CS, Sharma P, Dagdas YS, Bulutoglu B, et al. Engineering interferons and interleukins for cancer immunotherapy. Adv Drug Deliv Rev 2022;182:114112. . 10.1016/j.addr.2022.114112

[12]

Morad G, Helmink BA, Sharma P, Wargo JA. Hallmarks of response, resistance, and toxicity to immune checkpoint blockade. Cell 2021;184(21):5309‒37. . 10.1016/j.cell.2021.09.020

[13]

Larson RC, Maus MV. Recent advances and discoveries in the mechanisms and functions of CAR T cells. Nat Rev Cancer 2021;21(3):145‒61. . 10.1038/s41568-020-00323-z

[14]

Irvine DJ, Dane EL. Enhancing cancer immunotherapy with nanomedicine. Nat Rev Immunol 2020;20(5):321‒34. . 10.1038/s41577-019-0269-6

[15]

Ouyang J, Xie A, Zhou J, Liu R, Wang L, Liu H, et al. Minimally invasive nanomedicine: nanotechnology in photo-/ultrasound-/radiation-/magnetism-mediated therapy and imaging. Chem Soc Rev 2022;51(12):4996‒5041. . 10.1039/d1cs01148k

[16]

Song X, Zhang Q, Chang M, Ding L, Huang H, Feng W, et al. Nanomedicine-enabled sonomechanical, sonopiezoelectric, sonodynamic, and sonothermal therapy. Adv Mater 2023;35(31):e2212259. . 10.1002/adma.202212259

[17]

Zhang G, Ye HR, Sun Y, Guo ZZ. Ultrasound molecular imaging and its applications in cancer diagnosis and therapy. ACS Sens 2022;7(10):2857‒64. . 10.1021/acssensors.2c01468

[18]

Ozcelik A, Rufo J, Guo F, Gu Y, Li P, Lata J, et al. Acoustic tweezers for the life sciences. Nat Methods 2018;15(12):1021‒8. . 10.1038/s41592-018-0222-9

[19]

Terstappen GC, Meyer AH, Bell RD, Zhang W. Strategies for delivering therapeutics across the blood-brain barrier. Nat Rev Drug Discov 2021;20(5):362‒83. . 10.1038/s41573-021-00139-y

[20]

Hu Y, Wei J, Shen Y, Chen S, Chen X. Barrier-breaking effects of ultrasonic cavitation for drug delivery and biomarker release. Ultrason Sonochem 2023;94:106346. . 10.1016/j.ultsonch.2023.106346

[21]

Zhao Z, Saiding Q, Cai Z, Cai M, Cui W. Ultrasound technology and biomaterials for precise drug therapy. Mater Today 2023;63:210‒38. . 10.1016/j.mattod.2022.12.004

[22]

Yildiz D, Göstl R, Herrmann A. Sonopharmacology: controlling pharmacotherapy and diagnosis by ultrasound-induced polymer mechanochemistry. Chem Sci 2022;13(46):13708‒19. . 10.1039/d2sc05196f

[23]

Athanassiadis AG, Ma Z, Moreno-Gomez N, Melde K, Choi E, Goyal R, et al. Ultrasound-responsive systems as components for smart materials. Chem Rev 2022;122(5):5165‒208. . 10.1021/acs.chemrev.1c00622

[24]

Mann RM, Hooley R, Barr RG, Moy L. Novel approaches to screening for breast cancer. Radiology 2020;297(2):266‒85. . 10.1148/radiol.2020200172

[25]

Ioannou GN. HCC surveillance after SVR in patients with F3/F4 fibrosis. J Hepatol 2021;74(2):458‒65. . 10.1016/j.jhep.2020.10.016

[26]

Rowe SP, Pomper MG. Molecular imaging in oncology: current impact and future directions. CA Cancer J Clin 2022;72(4):333‒52. . 10.3322/caac.21713

[27]

He H, Zhang X, Du L, Ye M, Lu Y, Xue J, et al. Molecular imaging nanoprobes for theranostic applications. Adv Drug Deliv Rev 2022;186:114320. . 10.1016/j.addr.2022.114320

[28]

Li Z, Lai M, Zhao S, Zhou Y, Luo J, Hao Y, et al. Ultrasound molecular imaging for multiple biomarkers by serial collapse of targeting microbubbles with distinct acoustic pressures. Small 2022;18(22):e2108040. . 10.1002/smll.202108040

[29]

Jugniot N, Massoud TF, Dahl JJ, Paulmurugan R. Biomimetic nanobubbles for triple-negative breast cancer targeted ultrasound molecular imaging. J Nanobiotechnol 2022;20(1):267. . 10.1186/s12951-022-01484-9

[30]

Zhang L, Yin T, Li B, Zheng R, Qiu C, Lam KS, et al. Size-modulable nanoprobe for high-performance ultrasound imaging and drug delivery against cancer. ACS Nano 2018;12(4):3449‒60. . 10.1021/acsnano.8b00076

[31]

Hao Y, Li Z, Luo J, Li L, Yan F. Ultrasound molecular imaging of epithelial mesenchymal transition for evaluating tumor metastatic potential via targeted biosynthetic gas vesicles. Small 2023;19(21):e2207940. . 10.1002/smll.202207940

[32]

Sabuncu S, Yildirim A. Gas-stabilizing nanoparticles for ultrasound imaging and therapy of cancer. Nano Converg 2021;8(1):39. . 10.1186/s40580-021-00287-2

[33]

Fournier L, de La Taille T, Chauvierre C. Microbubbles for human diagnosis and therapy. Biomaterials 2023;294:122025. . 10.1016/j.biomaterials.2023.122025

[34]

Zhang C, Li Y, Ma X, He W, Liu C, Liu Z. Functional micro/nanobubbles for ultrasound medicine and visualizable guidance. Sci China Chem 2021;64(6):899‒914. . 10.1007/s11426-020-9945-4

[35]

Zhu J, Rowland EM, Harput S, Riemer K, Leow CH, Clark B, et al. 3D super-resolution US imaging of rabbit lymph node vasculature in vivo by using microbubbles. Radiology 2019;291(3):642‒50. . 10.1148/radiol.2019182593

[36]

Engelhard S, Voorneveld J, Vos HJ, Westenberg JJM, Gijsen FJH, Taimr P, et al. High-frame-rate contrast-enhanced US particle image velocimetry in the abdominal aorta: first human results. Radiology 2018;289(1):119‒25. . 10.1148/radiol.2018172979

[37]

Zhong J, Su M, Jiang Y, Huang L, Chen Y, Huang Z, et al. VEGFR2 targeted microbubble-based ultrasound molecular imaging improving the diagnostic sensitivity of microinvasive cervical cancer. J Nanobiotechnol 2023;21(1):220. . 10.1186/s12951-023-01984-2

[38]

Pathak V, Nolte T, Rama E, Rix A, Dadfar SM, Paefgen V, et al. Molecular magnetic resonance imaging of Alpha-v-Beta-3 integrin expression in tumors with ultrasound microbubbles. Biomaterials 2021;275:120896. . 10.1016/j.biomaterials.2021.120896

[39]

Rama E, Mohapatra SR, Melcher C, Nolte T, Dadfar SM, Brueck R, et al. Monitoring the remodeling of biohybrid tissue-engineered vascular grafts by multimodal molecular imaging. Adv Sci 2022;9(10):e2105783. . 10.1002/advs.202105783

[40]

Cui X, Han X, Yu L, Zhang B, Chen Y. Intrinsic chemistry and design principle of ultrasound-responsive nano medicine. Nano Today 2019;28:100773. . 10.1016/j.nantod.2019.100773

[41]

Duan L, Yang L, Jin J, Yang F, Liu D, Hu K, et al. Micro/nano-bubble-assisted ultrasound to enhance the EPR effect and potential theranostic applications. Theranostics 2020;10(2):462‒83. . 10.7150/thno.37593

[42]

Deng Q, Mi J, Dong J, Chen Y, Chen L, He J, et al. Superiorly stable three-layer air microbubbles generated by versatile ethanol-water exchange for contrast-enhanced ultrasound theranostics. ACS Nano 2023;17(1):263‒74. . 10.1021/acsnano.2c07300

[43]

Liu Y, Lai X, Zhu Y, Guo F, Su L, Arkin G, et al. Contrast-enhanced ultrasound imaging using long-circulating cationic magnetic microbubbles in vitro and in vivo validations. Int J Pharm 2022;616:121299. . 10.1016/j.ijpharm.2021.121299

[44]

Wang J, Wang Y, Jia J, Liu C, Ni D, Sun L, et al. Dual-modality molecular imaging of tumor via quantum dots-liposome-microbubble complexes. Pharmaceutics 2022;14(11):14. . 10.3390/pharmaceutics14112510

[45]

Xiong R, Xu RX, Huang C, de Smedt S, Braeckmans K. Stimuli-responsive nanobubbles for biomedical applications. Chem Soc Rev 2021;50(9):5746‒76. . 10.1039/c9cs00839j

[46]

Hansen HHWB, Cha H, Ouyang L, Zhang J, Jin B, Stratton H, et al. Nanobubble technologies: applications in therapy from molecular to cellular level. Biotechnol Adv 2023;63:108091. . 10.1016/j.biotechadv.2022.108091

[47]

Pellow C, Abenojar EC, Exner AA, Zheng G, Goertz DE. Concurrent visual and acoustic tracking of passive and active delivery of nanobubbles to tumors. Theranostics 2020;10(25):11690‒706. . 10.7150/thno.51316

[48]

Ramirez DG, Abenojar E, Hernandez C, Lorberbaum DS, Papazian LA, Passman S, et al. Contrast-enhanced ultrasound with sub-micron sized contrast agents detects insulitis in mouse models of type1 diabetes. Nat Commun 2020;11(1):2238. . 10.1038/s41467-020-15957-8

[49]

Counil C, Abenojar E, Perera R, Exner AA. Extrusion: a new method for rapid formulation of high-yield, monodisperse nanobubbles. Small 2022;18(24): e2200810. . 10.1002/smll.202200810

[50]

Gao X, Guo D, Mao X, Shan X, He X, Yu C. Perfluoropentane-filled chitosan poly-acrylic acid nanobubbles with high stability for long-term ultrasound imaging in vivo . Nanoscale 2021;13(10):5333‒43. . 10.1039/d0nr06878k

[51]

Kumar US, Natarajan A, Massoud TF, Paulmurugan R. FN3 linked nanobubbles as a targeted contrast agent for US imaging of cancer-associated human PD-L1. J Control Release 2022;346:317‒27. . 10.1016/j.jconrel.2022.04.030

[52]

Hamano N, Kamoshida S, Kikkawa Y, Yano Y, Kobayashi T, Endo-Takahashi Y, et al. Development of antibody-modified nanobubbles using Fc-region-binding polypeptides for ultrasound imaging. Pharmaceutics 2019;11(6):11. . 10.3390/pharmaceutics11060283

[53]

Zhu Y, Sun Y, Liu W, Guan W, Liu H, Duan Y, et al. Magnetic polymeric nanobubbles with optimized core size for MRI/ultrasound bimodal molecular imaging of prostate cancer. Nanomedicine 2020;15(30):2901‒16. . 10.2217/nnm-2020-0188

[54]

Zhang C, Yan K, Fu C, Peng H, Hawker CJ, Whittaker AK. Biological utility of fluorinated compounds: from materials design to molecular imaging, therapeutics and environmental remediation. Chem Rev 2022;122(1):167‒208. . 10.1021/acs.chemrev.1c00632

[55]

Jandhyala S, van Namen A, Spatarelu CP, Luke GP. EGFR-targeted perfluorohexane nanodroplets for molecular ultrasound imaging. Nanomaterials 2022;12(13):12. . 10.3390/nano12132251

[56]

Maghsoudinia F, Tavakoli MB, Samani RK, Hejazi SH, Sobhani T, Mehradnia F, et al. Folic acid-functionalized gadolinium-loaded phase transition nanodroplets for dual-modal ultrasound/magnetic resonance imaging of hepatocellular carcinoma. Talanta 2021;228:122245. . 10.1016/j.talanta.2021.122245

[57]

Ramirez DG, Ciccaglione M, Upadhyay AK, Pham VT, Borden MA, Benninger RKP. Detecting insulitis in type 1 diabetes with ultrasound phase-change contrast agents. Proc Natl Acad Sci USA 2021;118(41):118. . 10.1073/pnas.2022523118

[58]

Durham PG, Dayton PA. Applications of sub-micron low-boiling point phase change contrast agents for ultrasound imaging and therapy. Curr Opin Colloid Interface Sci 2021;56:101498. . 10.1016/j.cocis.2021.101498

[59]

Borden MA, Shakya G, Upadhyay A, Song KH. Acoustic nanodrops for biomedical applications. Curr Opin Colloid Interface Sci 2020;50:50. . 10.1016/j.cocis.2020.08.008

[60]

Dong F, An J, Zhang J, Yin J, Guo W, Wang D, et al. Blinking acoustic nanodroplets enable fast super-resolution ultrasound imaging. ACS Nano 2021;15(10):16913‒23. . 10.1021/acsnano.1c07896

[61]

Qin D, Zhang L, Zhu H, Chen J, Wu D, Bouakaz A, et al. A highly efficient one-for-all nanodroplet for ultrasound imaging-guided and cavitation-enhanced photothermal therapy. Int J Nanomed 2021;16:3105‒19. . 10.2147/ijn.s301734

[62]

Cao Y, Dumani DS, Hallam KA, Emelianov SY, Ran H. Real-time monitoring of NIR-triggered drug release from phase-changeable nanodroplets by photoacoustic/ultrasound imaging. Photoacoustics 2023;30:100474. . 10.1016/j.pacs.2023.100474

[63]

Shang M, Sun X, Guo L, Shi D, Liang P, Meng D, et al. pH- and ultrasound-responsive paclitaxel-loaded carboxymethyl chitosan nanodroplets for combined imaging and synergistic chemoradiotherapy. Int J Nanomed 2020;15:537‒52. . 10.2147/ijn.s233669

[64]

Sheth T, Seshadri S, Prileszky T, Helgeson ME. Multiple nanoemulsions. Nat Rev Mater 2020;5(3):214‒28. . 10.1038/s41578-019-0161-9

[65]

Chen YS, Zhao Y, Beinat C, Zlitni A, Hsu EC, Chen DH, et al. Ultra-high-frequency radio-frequency acoustic molecular imaging with saline nanodroplets in living subjects. Nat Nanotechnol 2021;16(6):717‒24. . 10.1038/s41565-021-00869-5

[66]

Huber ST, Terwiel D, Evers WH, Maresca D, Jakobi AJ. Cryo-EM structure of gas vesicles for buoyancy-controlled motility. Cell 2023;186(5):975‒86. . 10.1016/j.cell.2023.01.041

[67]

Dan Q, Jiang X, Wang R, Dai Z, Sun D. Biogenic imaging contrast agents. Adv Sci 2023;10(25):e2207090. . 10.1002/advs.202207090

[68]

Farhadi A, Sigmund F, Westmeyer GG, Shapiro MG. Genetically encodable materials for non-invasive biological imaging. Nat Mater 2021;20(5):585‒92. . 10.1038/s41563-020-00883-3

[69]

Wang G, Song L, Hou X, Kala S, Wong KF, Tang L, et al. Surface-modified GVs as nanosized contrast agents for molecular ultrasound imaging of tumor. Biomaterials 2020;236:119803. . 10.1016/j.biomaterials.2020.119803

[70]

Hao Y, Luo J, Wang Y, Li Z, Wang X, Yan F. Ultrasound molecular imaging of p32 protein translocation for evaluation of tumor metastasis. Biomaterials 2023;293:121974. . 10.1016/j.biomaterials.2022.121974

[71]

Zhang L, Wang Y, Li D, Wang L, Li Z, Yan F. Bimodal imaging of tumors via genetically engineered Escherichia coli . Pharmaceutics 2022;14(9):14. . 10.3390/pharmaceutics14091804

[72]

Hurt RC, Buss MT, Duan M, Wong K, You MY, Sawyer DP, et al. Genomically mined acoustic reporter genes for real-time in vivo monitoring of tumors and tumor-homing bacteria. Nat Biotechnol 2023;41(7):919‒31. . 10.1038/s41587-022-01581-y

[73]

Long H, Qin X, Xu R, Mei C, Xiong Z, Deng X, et al. Non-modified ultrasound-responsive gas vesicles from Microcystis with targeted tumor accumulation. Int J Nanomed 2021;16:8405‒16. . 10.2147/ijn.s342614

[74]

Wei M, Lai M, Zhang J, Pei X, Yan F. Biosynthetic gas vesicles from Halobacteria NRC-1: a potential ultrasound contrast agent for tumor imaging. Pharmaceutics 2022;14(6):14. . 10.3390/pharmaceutics14061198

[75]

Ling B, Lee J, Maresca D, Lee-Gosselin A, Malounda D, Swift MB, et al. Biomolecular ultrasound imaging of phagolysosomal function. ACS Nano 2020;14(9):12210‒21. . 10.1021/acsnano.0c05912

[76]

Lakshmanan A, Jin Z, Nety SP, Sawyer DP, Lee-Gosselin A, Malounda D, et al. Acoustic biosensors for ultrasound imaging of enzyme activity. Nat Chem Biol 2020;16(9):988‒96. . 10.1038/s41589-020-0591-0

[77]

Sawyer DP, Bar-Zion A, Farhadi A, Shivaei S, Ling B, Lee-Gosselin A, et al. Ultrasensitive ultrasound imaging of gene expression with signal unmixing. Nat Methods 2021;18(8):945‒52. . 10.1038/s41592-021-01229-w

[78]

Kim S, Zhang S, Yoon S. Multiplexed ultrasound imaging using spectral analysis on gas vesicles. Adv Healthcare Mater 2022;11(17):e2200568. . 10.1002/adhm.202270103

[79]

Farhadi A, Bedrossian M, Lee J, Ho GH, Shapiro MG, Nadeau JL. Genetically encoded phase contrast agents for digital holographic microscopy. Nano Lett 2020;20(11):8127‒34. . 10.1021/acs.nanolett.0c03159

[80]

Lu GJ, Chou LD, Malounda D, Patel AK, Welsbie DS, Chao DL, et al. Genetically encodable contrast agents for optical coherence tomography. ACS Nano 2020;14(7):7823‒31. . 10.1021/acsnano.9b08432

[81]

Lone SN, Nisar S, Masoodi T, Singh M, Rizwan A, Hashem S, et al. Liquid biopsy: a step closer to transform diagnosis, prognosis and future of cancer treatments. Mol Cancer 2022;21(1):79. . 10.1186/s12943-022-01543-7

[82]

Heidrich I, Ačkar L, Mossahebi MP, Pantel K. Liquid biopsies: potential and challenges. Int J Cancer 2021;148(3):528‒45. . 10.1002/ijc.33217

[83]

Lin D, Shen L, Luo M, Zhang K, Li J, Yang Q, et al. Circulating tumor cells: biology and clinical significance. Signal Transduction Targeted Ther 2021;6(1):404. . 10.1038/s41392-021-00817-8

[84]

Campos-Carrillo A, Weitzel JN, Sahoo P, Rockne R, Mokhnatkin JV, Murtaza M, et al. Circulating tumor DNA as an early cancer detection tool. Pharmacol Ther 2020;207:107458. . 10.1016/j.pharmthera.2019.107458

[85]

Li Y, Zheng Y, Wu L, Li J, Ji J, Yu Q, et al. Current status of ctDNA in precision oncology for hepatocellular carcinoma. J Exp Clin Cancer Res 2021;40(1):140. . 10.1186/s13046-021-01940-8

[86]

Thakur A, Ke X, Chen YW, Motallebnejad P, Zhang K, Lian Q, et al. The mini player with diverse functions: extracellular vesicles in cell biology, disease, and therapeutics. Protein Cell 2022;13(9):631‒54. . 10.1007/s13238-021-00863-6

[87]

Urabe F, Kosaka N, Ito K, Kimura T, Egawa S, Ochiya T. Extracellular vesicles as biomarkers and therapeutic targets for cancer. Am J Physiol Cell Physiol 2020;318(1):C29‒39. . 10.1152/ajpcell.00280.2019

[88]

Valihrach L, Androvic P, Kubista M. Circulating miRNA analysis for cancer diagnostics and therapy. Mol Aspects Med 2020;72:100825. . 10.1016/j.mam.2019.10.002

[89]

Dai J, Su Y, Zhong S, Cong L, Liu B, Yang J, et al. Exosomes: key players in cancer and potential therapeutic strategy. Signal Transduction Targeted Ther 2020;5(1):145. . 10.1038/s41392-020-00261-0

[90]

Li S, Yi M, Dong B, Tan X, Luo S, Wu K. The role of exosomes in liquid biopsy for cancer diagnosis and prognosis prediction. Int J Cancer 2021;148(11):2640‒51. . 10.1002/ijc.33386

[91]

Wallington-Beddoe CT, Mynott RL. Prognostic and predictive biomarker developments in multiple myeloma. J Hematol Oncol 2021;14(1):151. . 10.1186/s13045-021-01162-7

[92]

Zygulska AL, Pierzchalski P. Novel diagnostic biomarkers in colorectal cancer. Int J Mol Sci 2022;23(2):23. . 10.3390/ijms23020852

[93]

Li W, Liu JB, Hou LK, Yu F, Zhang J, Wu W, et al. Liquid biopsy in lung cancer: significance in diagnostics, prediction, and treatment monitoring. Mol Cancer 2022;21(1):25. . 10.1186/s12943-022-01505-z

[94]

Casanova-Salas I, Athie A, Boutros PC, del Re M, Miyamoto DT, Pienta KJ, et al. Quantitative and qualitative analysis of blood-based liquid biopsies to inform clinical decision-making in prostate cancer. Eur Urol 2021;79(6):762‒71. . 10.1016/j.eururo.2020.12.037

[95]

Rufo J, Zhang P, Zhong R, Lee LP, Huang TJ. A sound approach to advancing healthcare systems: the future of biomedical acoustics. Nat Commun 2022;13(1):3459. . 10.1038/s41467-022-31014-y

[96]

Li P, Mao Z, Peng Z, Zhou L, Chen Y, Huang PH, et al. Acoustic separation of circulating tumor cells. Proc Natl Acad Sci USA 2015;112(16):4970‒5. . 10.1073/pnas.1504484112

[97]

Antfolk M, Magnusson C, Augustsson P, Lilja H, Laurell T. Acoustofluidic, label-free separation and simultaneous concentration of rare tumor cells from white blood cells. Anal Chem 2015;87(18):9322‒8. . 10.1021/acs.analchem.5b02023

[98]

Zhang Y, Zhang Z, Zheng D, Huang T, Fu Q, Liu Y. Label-free separation of circulating tumor cells and clusters by alternating frequency acoustic field in a microfluidic chip. Int J Mol Sci 2023;24(4):24. . 10.3390/ijms24043338

[99]

Geng W, Liu Y, Yu N, Qiao X, Ji M, Niu Y, et al. An ultra-compact acoustofluidic device based on the narrow-path travelling surface acoustic wave (np-TSAW) for label-free isolation of living circulating tumor cells. Anal Chim Acta 2023;1255:341138. . 10.1016/j.aca.2023.341138

[100]

Yang Y, Pang W, Zhang H, Cui W, Jin K, Sun C, et al. Manipulation of single cells via a Stereo Acoustic Streaming Tunnel (SteAST). Microsyst Nanoeng 2022;8(1):88. . 10.1038/s41378-022-00424-9

[101]

Bai X, Song B, Chen Z, Zhang W, Chen D, Dai Y, et al. Postoperative evaluation of tumours based on label-free acoustic separation of circulating tumour cells by microstreaming. Lab Chip 2021;21(14):2721‒9. . 10.1039/d1lc00165e

[102]

Wu M, Ouyang Y, Wang Z, Zhang R, Huang PH, Chen C, et al. Isolation of exosomes from whole blood by integrating acoustics and microfluidics. Proc Natl Acad Sci USA 2017;114(40):10584‒9. . 10.1073/pnas.1709210114

[103]

Gu Y, Chen C, Mao Z, Bachman H, Becker R, Rufo J, et al. Acoustofluidic centrifuge for nanoparticle enrichment and separation. Sci Adv 2021;7(1):7. . 10.1126/sciadv.abc0467

[104]

Wang Z, Li F, Rufo J, Chen C, Yang S, Li L, et al. Acoustofluidic salivary exosome isolation: a liquid biopsy compatible approach for human papillomavirus-associated oropharyngeal cancer detection. J Mol Diagn 2020;22(1):50‒9. . 10.1016/j.jmoldx.2019.08.004

[105]

Wu M, Chen C, Wang Z, Bachman H, Ouyang Y, Huang PH, et al. Separating extracellular vesicles and lipoproteins via acoustofluidics. Lab Chip 2019;19(7):1174‒82. . 10.1039/c8lc01134f

[106]

Paproski RJ, Jovel J, Wong GK, Lewis JD, Zemp RJ. Enhanced detection of cancer biomarkers in blood-borne extracellular vesicles using nanodroplets and focused ultrasound. Cancer Res 2017;77(1):3‒13. . 10.1158/0008-5472.can-15-3231

[107]

Meng Y, Pople CB, Suppiah S, Llinas M, Huang Y, Sahgal A, et al. MR-guided focused ultrasound liquid biopsy enriches circulating biomarkers in patients with brain tumors. Neuro Oncol 2021;23(10):1789‒97. . 10.1093/neuonc/noab057

[108]

Pacia CP, Yuan J, Yue Y, Xu L, Nazeri A, Desai R, et al. Sonobiopsy for minimally invasive, spatiotemporally-controlled, and sensitive detection of glioblastoma-derived circulating tumor DNA. Theranostics 2022;12(1):362‒78. . 10.7150/thno.65597

[109]

Baudoin M, Thomas JL. Acoustic tweezers for particle and fluid micromanipulation. Annu Rev Fluid Mechanics 2020;52(1):52. . 10.1146/annurev-fluid-010719-060154

[110]

Zhang P, Bachman H, Ozcelik A, Huang TJ. Acoustic microfluidics. Ann Rev Anal Chem 2020;13(1):17‒43. . 10.1146/annurev-anchem-090919-102205

[111]

Yang S, Rufo J, Zhong R, Rich J, Wang Z, Lee LP, et al. Acoustic tweezers for high-throughput single-cell analysis. Nat Protoc 2023;18(8):2441‒58. . 10.1038/s41596-023-00844-5

[112]

Wei W, Wang Y, Wang Z, Duan X. Microscale acoustic streaming for biomedical and bioanalytical applications. Trends Anal Chem 2023;160:116958. . 10.1016/j.trac.2023.116958

[113]

Yin C, Jiang X, Mann S, Tian L, Drinkwater BW. Acoustic trapping: an emerging tool for microfabrication technology. Small 2023;19(26):e2207917. . 10.1002/smll.202207917

[114]

Zhao SK, Hu XJ, Zhu JM, Luo ZY, Liang L, Yang DY, et al. On-chip rapid drug screening of leukemia cells by acoustic streaming. Lab Chip 2021;21(20):4005‒15. . 10.1039/d1lc00684c

[115]

Yang S, Tian Z, Wang Z, Rufo J, Li P, Mai J, et al. Harmonic acoustics for dynamic and selective particle manipulation. Nat Mater 2022;21(5):540‒6. . 10.1038/s41563-022-01210-8

[116]

Wang Z, Rich J, Hao N, Gu Y, Chen C, Yang S, et al. Acoustofluidics for simultaneous nanoparticle-based drug loading and exosome encapsulation. Microsyst Nanoeng 2022;8(1):45. . 10.1038/s41378-022-00374-2

[117]

Tian Z, Wang Z, Zhang P, Naquin TD, Mai J, Wu Y, et al. Generating multifunctional acoustic tweezers in Petri dishes for contactless, precise manipulation of bioparticles. Sci Adv 2020;6(37):6. . 10.1126/sciadv.abb0494

[118]

Nance E, Pun SH, Saigal R, Sellers DL. Drug delivery to the central nervous system. Nat Rev Mater 2022;7(4):314‒31. . 10.1038/s41578-021-00394-w

[119]

Gorick CM, Breza VR, Nowak KM, Cheng VWT, Fisher DG, Debski AC, et al. Applications of focused ultrasound-mediated blood-brain barrier opening. Adv Drug Deliv Rev 2022;191:114583. . 10.1016/j.addr.2022.114583

[120]

Deprez J, Lajoinie G, Engelen Y, de Smedt SC, Lentacker I. Opening doors with ultrasound and microbubbles: beating biological barriers to promote drug delivery. Adv Drug Deliv Rev 2021;172:9‒36. . 10.1016/j.addr.2021.02.015

[121]

Wang J, Li Z, Pan M, Fiaz M, Hao Y, Yan Y, et al. Ultrasound-mediated blood-brain barrier opening: an effective drug delivery system for theranostics of brain diseases. Adv Drug Deliv Rev 2022;190:114539. . 10.1016/j.addr.2022.114539

[122]

Schoen S Jr, Kilinc MS, Lee H, Guo Y, Degertekin FL, Woodworth GF, et al. Towards controlled drug delivery in brain tumors with microbubble-enhanced focused ultrasound. Adv Drug Deliv Rev 2022;180:114043. . 10.1016/j.addr.2021.114043

[123]

Wu P, Zhu M, Li Y, Ya Z, Yang Y, Yuan Y, et al. Cascade-amplifying synergistic therapy for intracranial glioma via end ogenous reactive oxygen species-triggered ‘‘all-in-one” nanoplatform. Adv Funct Mater 2021;31(46):2105786. . 10.1002/adfm.202105786

[124]

Liang S, Hu D, Li G, Gao D, Li F, Zheng H, et al. NIR-II fluorescence visualization of ultrasound-induced blood-brain barrier opening for enhanced photothermal therapy against glioblastoma using indocyanine green microbubbles. Sci Bull 2022;67(22):2316‒26. . 10.1016/j.scib.2022.10.025

[125]

Wang J, Xie L, Shi Y, Ao L, Cai F, Yan F. Early detection and reversal of cell apoptosis induced by focused ultrasound-mediated blood-brain barrier opening. ACS Nano 2021;15(9):14509‒21. . 10.1021/acsnano.1c04029

[126]

Xie L, Wang J, Song L, Jiang T, Yan F. Cell-cycle dependent nuclear gene delivery enhances the effects of E-cadherin against tumor invasion and metastasis. Signal Transduction Targeted Ther 2023;8(1):182. . 10.1038/s41392-023-01398-4

[127]

Yang Q, Zhou Y, Chen J, Huang N, Wang Z, Cheng Y. Gene therapy for drug-resistant glioblastoma via lipid-polymer hybrid nanoparticles combined with focused ultrasound. Int J Nanomed 2021;16:185‒99. . 10.2147/ijn.s286221

[128]

Meng Y, Reilly RM, Pezo RC, Trudeau M, Sahgal A, Singnurkar A, et al. MR-guided focused ultrasound enhances delivery of trastuzumab to Her2-positive brain metastases. Sci Transl Med 2021;13(615):eabj4011. . 10.1126/scitranslmed.abj4011

[129]

Sonabend AM, Gould A, Amidei C, Ward R, Schmidt KA, Zhang DY, et al. Repeated blood-brain barrier opening with an implantable ultrasound device for delivery of albumin-bound paclitaxel in patients with recurrent glioblastoma: a phase 1 trial. Lancet Oncol 2023;24(5):509‒22. . 10.1016/s1470-2045(23)00112-2

[130]

Meng Y, Hynynen K, Lipsman N. Applications of focused ultrasound in the brain: from thermoablation to drug delivery. Nat Rev Neurol 2021;17(1):7‒22. . 10.1038/s41582-020-00418-z

[131]

Cheng CL, Chan MH, Feng SJ, Hsiao M, Liu RS. Long-term near-infrared signal tracking of the therapeutic changes of glioblastoma cells in brain tissue with ultrasound-guided persistent luminescent nanocomposites. ACS Appl Mater Interfaces 2021;13(5):6099‒108. . 10.1021/acsami.0c22489

[132]

Chan MH, Chen W, Li CH, Fang CY, Chang YC, Wei DH, et al. An advanced in situ magnetic resonance imaging and ultrasonic theranostics nanocomposite platform: crossing the blood-brain barrier and improving the suppression of glioblastoma using iron-platinum nanoparticles in nanobubbles. ACS Appl Mater Interfaces 2021;13(23):26759‒69. . 10.1021/acsami.1c04990

[133]

Song R, Zhang C, Teng F, Tu J, Guo X, Fan Z, et al. Cavitation-facilitated transmembrane permeability enhancement induced by acoustically vaporized nanodroplets. Ultrason Sonochem 2021;79:105790. . 10.1016/j.ultsonch.2021.105790

[134]

Curry EJ, Le TT, Das R, Ke K, Santorella EM, Paul D, et al. Biodegradable nanofiber-based piezoelectric transducer. Proc Natl Acad Sci USA 2020;117(1):214‒20. . 10.1073/pnas.1910343117

[135]

Nia HT, Munn LL, Jain RK. Physical traits of cancer. Science 2020;370(6516):370. . 10.1126/science.aaz0868

[136]

Snipstad S, Vikedal K, Maardalen M, Kurbatskaya A, Sulheim E, Davies CL. Ultrasound and microbubbles to beat barriers in tumors: improving delivery of nanomedicine. Adv Drug Deliv Rev 2021;177:113847. . 10.1016/j.addr.2021.113847

[137]

Wang X, Zhang H, Chen X, Wu C, Ding K, Sun G, et al. Overcoming tumor microenvironment obstacles: current approaches for boosting nanodrug delivery. Acta Biomater 2023;166:42‒68. . 10.1016/j.actbio.2023.05.043

[138]

Curley CT, Mead BP, Negron K, Kim N, Garrison WJ, Miller GW, et al. Augmentation of brain tumor interstitial flow via focused ultrasound promotes brain-penetrating nanoparticle dispersion and transfection. Sci Adv 2020;6(18):eaay1344. . 10.1126/sciadv.aay1344

[139]

Guo Y, Lee H, Fang Z, Velalopoulou A, Kim J, Thomas MB, et al. Single-cell analysis reveals effective siRNA delivery in brain tumors with microbubble-enhanced ultrasound and cationic nanoparticles. Sci Adv 2021;7(18):7. . 10.1126/sciadv.abf7390

[140]

Chen KT, Chai WY, Lin YJ, Lin CJ, Chen PY, Tsai HC, et al. Neuronavigation-guided focused ultrasound for transcranial blood-brain barrier opening and immunostimulation in brain tumors. Sci Adv 2021;7(6):7. . 10.1126/sciadv.abd0772

[141]

Huang J, Zhang L, Zheng J, Lin Y, Leng X, Wang C, et al. Microbubbles-assisted ultrasonication to promote tumor accumulation of therapeutics and modulation of tumor microenvironment for enhanced cancer treatments. Biomaterials 2023;299:122181. . 10.1016/j.biomaterials.2023.122181

[142]

Rich J, Tian Z, Huang TJ. Sonoporation: past, present, and future. Adv Mater Technol 2022;7(1):7. . 10.1002/admt.202100885

[143]

Omata D, Unga J, Suzuki R, Maruyama K. Lipid-based microbubbles and ultrasound for therapeutic application. Adv Drug Deliv Rev 2020;154(155):236‒44.

[144]

Yang Y, Li Q, Guo X, Tu J, Zhang D. Mechanisms underlying sonoporation: interaction between microbubbles and cells. Ultrason Sonochem 2020;67:105096. . 10.1016/j.ultsonch.2020.105096

[145]

Chowdhury SM, Abou-Elkacem L, Lee T, Dahl J, Lutz AM. Ultrasound and microbubble mediated therapeutic delivery: underlying mechanisms and future outlook. J Control Release 2020;326:75‒90. . 10.1016/j.jconrel.2020.06.008

[146]

Beekers I, Vegter M, Lattwein KR, Mastik F, Beurskens R, van der Steen AFW, et al. Opening of endothelial cell-cell contacts due to sonoporation. J Control Release 2020;322:426‒38. . 10.1016/j.jconrel.2020.03.038

[147]

Ho YJ, Chang HC, Lin CW, Fan CH, Lin YC, Wei KC, et al. Oscillatory behavior of microbubbles impacts efficacy of cellular drug delivery. J Control Release 2021;333:316‒27. . 10.1016/j.jconrel.2021.03.044

[148]

Bourn MD, Batchelor DVB, Ingram N, McLaughlan JR, Coletta PL, Evans SD, et al. High-throughput microfluidics for evaluating microbubble enhanced delivery of cancer therapeutics in spheroid cultures. J Control Release 2020;326:13‒24. . 10.1016/j.jconrel.2020.06.011

[149]

Kim D, Lee JH, Moon H, Seo M, Han H, Yoo H, et al. Development and evaluation of an ultrasound-triggered microbubble combined transarterial chemoembolization (TACE) formulation on rabbit VX2 liver cancer model. Theranostics 2021;11(1):79‒92. . 10.7150/thno.45348

[150]

Bjånes T, Kotopoulis S, Murvold ET, Kamčeva T, Gjertsen BT, Gilja OH, et al. Ultrasound- and microbubble-assisted gemcitabine delivery to pancreatic cancer cells. Pharmaceutics 2020;12(2):12. . 10.3390/pharmaceutics12020141

[151]

Snipstad S, Hanstad S, Bjørkøy A, Mørch Ý, de Lange DC. Sonoporation using nanoparticle-loaded microbubbles increases cellular uptake of nanoparticles compared to co-incubation of nanoparticles and microbubbles. Pharmaceutics 2021;13(5):13. . 10.3390/pharmaceutics13050640

[152]

Fan Y, Lin L, Yin F, Zhu Y, Shen M, Wang H, et al. Phosphorus dendrimer-based copper(II) complexes enable ultrasound-enhanced tumor theranostics. Nano Today 2020;33:100899. . 10.1016/j.nantod.2020.100899

[153]

Jia L, Li X, Liu H, Xia J, Shi X, Shen M. Ultrasound-enhanced precision tumor theranostics using cell membrane-coated and pH-responsive nanoclusters assembled from ultrasmall iron oxide nanoparticles. Nano Today 2021;36:101022. . 10.1016/j.nantod.2020.101022

[154]

Li X, Khorsandi S, Wang Y, Santelli J, Huntoon K, Nguyen N, et al. Cancer immunotherapy based on image-guided STING activation by nucleotide nanocomplex-decorated ultrasound microbubbles. Nat Nanotechnol 2022;17(8):891‒9. . 10.1038/s41565-022-01134-z

[155]

Ilovitsh T, Feng Y, Foiret J, Kheirolomoom A, Zhang H, Ingham ES, et al. Low-frequency ultrasound-mediated cytokine transfection enhances T cell recruitment at local and distant tumor sites. Proc Natl Acad Sci USA 2020;117(23):12674‒85. . 10.1073/pnas.1914906117

[156]

Dong W, Huang A, Huang J, Wu P, Guo S, Liu H, et al. Plasmid-loadable magnetic/ultrasound-responsive nanodroplets with a SPIO-NP dispersed perfluoropentane core and lipid shell for tumor-targeted intracellular plasmid delivery. Biomater Sci 2020;8(19):5329‒45. . 10.1039/d0bm00699h

[157]

Belling JN, Heidenreich LK, Tian Z, Mendoza AM, Chiou TT, Gong Y, et al. Acoustofluidic sonoporation for gene delivery to human hematopoietic stem and progenitor cells. Proc Natl Acad Sci USA 2020;117(20):10976‒82. . 10.1073/pnas.1917125117

[158]

Chen Q, Huang J, Ye Y, Hu A, Xu B, Hu D, et al. Delivery of hydroxycamptothecin via sonoporation: an effective therapy for liver fibrosis. J Control Release 2023;358:319‒32. . 10.1016/j.jconrel.2023.05.002

[159]

Zhang Q, Kuang G, Li W, Wang J, Ren H, Zhao Y. Stimuli-responsive gene delivery nanocarriers for cancer therapy. Nanomicro Lett 2023;15(1):44. . 10.1007/s40820-023-01018-4

[160]

Mazidi Z, Javanmardi S, Naghib SM, Mohammadpour Z. Smart stimuli-responsive implantable drug delivery systems for programmed and on-demand cancer treatment: an overview on the emerging materials. Chem Eng J 2022;433:13456. . 10.1016/j.cej.2022.134569

[161]

Ahmadi S, Rabiee N, Bagherzadeh M, Elmi F, Fatahi Y, Farjadian F, et al. Stimulus-responsive sequential release systems for drug and gene delivery. Nano Today 2020;34:34. . 10.1016/j.nantod.2020.100914

[162]

Moradi KF, Jakhmola A, Hornsby TK, Tavakkoli JJ, Kolios MC. Ultrasound-mediated nano drug delivery for treating cancer: fundamental physics to future directions. J Control Release 2023;355:552‒78. . 10.1016/j.jconrel.2023.02.009

[163]

Beguin E, Gray MD, Logan KA, Nesbitt H, Sheng Y, Kamila S, et al. Magnetic microbubble mediated chemo-sonodynamic therapy using a combined magnetic-acoustic device. J Control Release 2020;317:23‒33. . 10.1016/j.jconrel.2019.11.013

[164]

Ingram N, McVeigh LE, Abou-Saleh RH, Maynard J, Peyman SA, McLaughlan JR, et al. Ultrasound-triggered therapeutic microbubbles enhance the efficacy of cytotoxic drugs by increasing circulation and tumor drug accumulation and limiting bioavailability and toxicity in normal tissues. Theranostics 2020;10(24):10973‒92. . 10.7150/thno.49670

[165]

Wang G, Zhang C, Jiang Y, Song Y, Chen J, Sun Y, et al. Ultrasonic cavitation-assisted and acid-activated transcytosis of liposomes for universal active tumor penetration. Adv Funct Mater 2021;31(34):2102786. . 10.1002/adfm.202102786

[166]

Szablowski JO, Bar-Zion A, Shapiro MG. Achieving spatial and molecular specificity with ultrasound-targeted biomolecular nanotherapeutics. Acc Chem Res 2019;52(9):2427‒34. . 10.1021/acs.accounts.9b00277

[167]

Thébault CJ, Ramniceanu G, Boumati S, Michel A, Seguin J, Larrat B, et al. Theranostic MRI liposomes for magnetic targeting and ultrasound triggered release of the antivascular CA4P. J Control Release 2020;322:137‒48. . 10.1016/j.jconrel.2020.03.003

[168]

Zhang H, Tang WL, Kheirolomoom A, Fite BZ, Wu B, Lau K, et al. Development of thermosensitive resiquimod-loaded liposomes for enhanced cancer immunotherapy. J Control Release 2021;330:1080‒94. . 10.1016/j.jconrel.2020.11.013

[169]

Santos MA, Wu SK, Regenold M, Allen C, Goertz DE, Hynynen K. Novel fractionated ultrashort thermal exposures with MRI-guided focused ultrasound for treating tumors with thermosensitive drugs. Sci Adv 2020;6(36):6. . 10.1126/sciadv.aba5684

[170]

Li Y, Teng X, Wang Y, Yang C, Yan X, Li J. Neutrophil delivered hollow titania covered persistent luminescent nanosensitizer for ultrosound augmented chemo/immuno glioblastoma therapy. Adv Sci 2021;8(17):e2004381. . 10.1002/advs.202004381

[171]

Dwivedi P, Kiran S, Han S, Dwivedi M, Khatik R, Fan R, et al. Magnetic targeting and ultrasound activation of liposome-microbubble conjugate for enhanced delivery of anticancer therapies. ACS Appl Mater Interfaces 2020;12(21):23737‒51. . 10.1021/acsami.0c05308

[172]

Batchelor DVB, Abou-Saleh RH, Coletta PL, McLaughlan JR, Peyman SA, Evans SD. Nested nanobubbles for ultrasound-triggered drug release. ACS Appl Mater Interfaces 2020;12(26):29085‒93.

[173]

Morse SV, Mishra A, Chan TG, de Rosales RTM, Choi JJ. Liposome delivery to the brain with rapid short-pulses of focused ultrasound and microbubbles. J Control Release 2022;341:605‒15. . 10.1016/j.jconrel.2021.12.005

[174]

Wang Y, Luo S, Wu Y, Tang P, Liu J, Liu Z, et al. Highly penetrable and on-demand oxygen release with tumor activity composite nanosystem for photothermal/photodynamic synergetic therapy. ACS Nano 2020;14(12):17046‒62. . 10.1021/acsnano.0c06415

[175]

Shi X, Zhang Y, Tian Y, Xu S, Ren E, Bai S, et al. Multi-responsive bottlebrush-like unimolecules self-assembled nano-riceball for synergistic sono-chemotherapy. Small Methods 2021;5(3):e2000416. . 10.1002/smtd.202000416

[176]

Liang B, Wang Z, Xia H. High intensity focused ultrasound responsive release behavior of metallo-supramolecular block PPG-PEG copolymer micelles. Ultrason Sonochem 2020;68:105217. . 10.1016/j.ultsonch.2020.105217

[177]

D’Angelo NA, Câmara MCC, Noronha MA, Grotto D, Chorilli M, Lourenço FR, et al. Development of PEG-PCL-based polymersomes through design of experiments for co-encapsulation of vemurafenib and doxorubicin as chemotherapeutic drugs. J Mole Liquids 2022;349:118166. . 10.1016/j.molliq.2021.118166

[178]

Wei P, Sun M, Yang B, Xiao J, Du J. Ultrasound-responsive polymersomes capable of endosomal escape for efficient cancer therapy. J Control Release 2020;322:81‒94. . 10.1016/j.jconrel.2020.03.013

[179]

Torres J, Dhas N, Longhi M, García MC. Overcoming biological barriers with block copolymers-based self-assembled nanocarriers. Recent advances in delivery of anticancer therapeutics. Front Pharmacol 2020;11:593197. . 10.3389/fphar.2020.593197

[180]

Emi T, Michaud K, Orton E, Santilli G, Linh C, O’Connell M, et al. Ultrasonic generation of pulsatile and sequential therapeutic delivery profiles from calcium-crosslinked alginate hydrogels. Molecules 2019;24(6):24. . 10.3390/molecules24061048

[181]

Kubota T, Kurashina Y, Zhao J, Ando K, Onoe H. Ultrasound-triggered on-demand drug delivery using hydrogel microbeads with release enhancer. Mater Design 2021;203:109580. . 10.1016/j.matdes.2021.109580

[182]

Besse HC, Chen Y, Scheeren HW, Metselaar JM, Lammers T, Moonen CTW, et al. A doxorubicin-glucuronide prodrug released from nanogels activated by high-intensity focused ultrasound liberated b-glucuronidase. Pharmaceutics 2020;12(6):12. . 10.3390/pharmaceutics12060536

[183]

Xu F, Zhu J, Lin L, Zhang C, Sun W, Fan Y, et al. Multifunctional PVCL nanogels with redox-responsiveness enable enhanced MR imaging and ultrasound-promoted tumor chemotherapy. Theranostics 2020;10(10):4349‒58. . 10.7150/thno.43402

[184]

Liu T, Wan Q, Zou C, Chen M, Wan G, Liu X, et al. Stepwise drug release from a nanoplatform under MR-assisted focused ultrasound stimulation. Chem Eng J 2021;417:128004. . 10.1016/j.cej.2020.128004

[185]

Mai X, Chang Y, You Y, He L, Chen T. Designing intelligent nano-bomb with on-demand site-specific drug burst release to synergize with high-intensity focused ultrasound cancer ablation. J Control Release 2021;331:270‒81. . 10.1016/j.jconrel.2020.09.051

[186]

Song X, Luan M, Zhang W, Zhang R, Xue L, Luan Y. Moderate-intensity ultrasound-triggered on-demand analgesia nanoplatforms for postoperative pain management. Int J Nanomed 2022;17:3177‒89. . 10.2147/ijn.s367190

[187]

Qiao B, Song X, Zhang N, Xu M, Zhuang B, Guo H, et al. Artificial nano-red blood cells nanoplatform with lysosomal escape capability for ultrasound imaging-guided on-demand pain management. Acta Biomater 2023;158:798‒810. . 10.1016/j.actbio.2023.01.004

[188]

Amin MU, Ali S, Tariq I, Ali MY, Pinnapreddy SR, Preis E, et al. Ultrasound-responsive smart drug delivery system of lipid coated mesoporous silica nanoparticles. Pharmaceutics 2021;13(9):13. . 10.3390/pharmaceutics13091396

[189]

Xu Z, Liu H, Tian H, Yan F. Real-time imaging tracking of engineered macrophages as ultrasound-triggered cell bombs for cancer treatment. Adv Funct Mater 2020;30(14):1910304. . 10.1002/adfm.201910304

[190]

Xing L, Li X, Xing Z, Li F, Shen M, Wang H, et al. Silica/gold nanoplatform combined with a thermosensitive gel for imaging-guided interventional therapy in PDX of pancreatic cancer. Chem Eng J 2020;382:122949. . 10.1016/j.cej.2019.122949

[191]

Sabuncu S, Mira J, Quentel A, Gomes M, Civitci F, Fischer J, et al. Protein-coated biodegradable gas-stabilizing nanoparticles for cancer therapy and diagnosis using focused ultrasound. Adv Mater Interfaces 2022;10(2):2201543. . 10.1002/admi.202201543

[192]

Ho YJ, Wu CH, Jin QF, Lin CY, Chiang PH, Wu N, et al. Superhydrophobic drug-loaded mesoporous silica nanoparticles capped with β-cyclodextrin for ultrasound image-guided combined antivascular and chemo-sonodynamic therapy. Biomaterials 2020;232:119723. . 10.1016/j.biomaterials.2019.119723

[193]

Zhang T, Zheng Q, Xie C, Fan G, Wang Y, Wu Y, et al. Integration of silica nanorattles with manganese-doped In2S3/InOOH to enable ultrasound-mediated tumor theranostics. ACS Appl Mater Interfaces 2023;15(4):4883‒94. . 10.1021/acsami.2c18095

[194]

Walker JA, Wang X, Peter K, Kempe K, Corrie SR. Dynamic solid-state ultrasound contrast agent for monitoring pH fluctuations in vivo . ACS Sensors 2020;5(4):1190‒7. . 10.1021/acssensors.0c00245

[195]

Lee J, Kim JH, You DG, Kim S, Um W, Jeon J, et al. Cavitation-inducible mesoporous silica-titania nanoparticles for cancer sonotheranostics. Adv Healthcare Mater 2020;9(19):e2000877. . 10.1002/adhm.202000877

[196]

Kip B, Tunc CU, Aydin O. Triple-combination therapy assisted with ultrasound-active gold nanoparticles and ultrasound therapy against 3D cisplatin-resistant ovarian cancer model. Ultrason Sonochem 2022;82:105903. . 10.1016/j.ultsonch.2021.105903

[197]

An JY, Um W, You DG, Song Y, Lee J, van Quy N, et al. Gold-installed hyaluronic acid hydrogel for ultrasound-triggered thermal elevation and on-demand cargo release. Int J Biol Macromol 2021;193(Pt A):553‒61. . 10.1016/j.ijbiomac.2021.10.071

[198]

Bhargawa B, Sharma V, Ganesh MR, Cavalieri F, Ashokkumar M, Neppolian B, et al. Lysozyme microspheres incorporated with anisotropic gold nanorods for ultrasound activated drug delivery. Ultrason Sonochem 2022;86:106016. . 10.1016/j.ultsonch.2022.106016

[199]

Su X, Jonnalagadda US, Bharatula LD, Kwan JJ. Unsupported gold nanocones as sonocatalytic agents with enhanced catalytic properties. Ultrason Sonochem 2021;79:105753. . 10.1016/j.ultsonch.2021.105753

[200]

Wei H, Wiśniowska A, Fan J, Harvey P, Li Y, Wu V, et al. Single-nanometer iron oxide nanoparticles as tissue-permeable MRI contrast agents. Proc Natl Acad Sci USA 2021;118(42):118. . 10.1073/pnas.2102340118

[201]

Yang R, Ouyang Z, Guo H, Qu J, Xia J, Shen M, et al. Microfluidic synthesis of intelligent nanoclusters of ultrasmall iron oxide nanoparticles with improved tumor microenvironment regulation for dynamic MR imaging-guided tumor photothermo-chemo-chemodynamic therapy. Nano Today 2022;46:101615. . 10.1016/j.nantod.2022.101615

[202]

Gong J, Hu J, Yan X, Xiang L, Chen S, Yang H, et al. Injectable hydrogels including magnetic nanosheets for multidisciplinary treatment of hepatocellular carcinoma via magnetic hyperthermia. Small 2024;20(3): e2300733. . 10.1002/smll.202300733

[203]

Dheyab MA, Aziz AA, Jameel MS. Synthesis and optimization of the sonochemical method for functionalizing gold shell on Fe3O4 core nanoparticles using response surface methodology. Surf Interfaces 2020;21:100647. . 10.1016/j.surfin.2020.100647

[204]

Sun Z, Huang G, Ma Z. Synthesis of theranostic anti-EGFR ligand conjugate iron oxide nanoparticles for magnetic resonance imaging for treatment of liver cancer. J Drug Deliv Sci Technol 2020;55:101367. . 10.1016/j.jddst.2019.101367

[205]

Li J, Feng Z, Gu N, Yang F. Superparamagnetic iron oxide nanoparticles assembled magnetic nanobubbles and their application for neural stem cells labeling. J Mater Sci Technol 2021;63:124‒32. . 10.1016/j.jmst.2020.02.045

[206]

Xiao Z, You Y, Liu Y, He L, Zhang D, Cheng Q, et al. NIR-triggered blasting nanovesicles for targeted multimodal image-guided synergistic cancer photothermal and chemotherapy. ACS Appl Mater Interfaces 2021;13(30):35376‒88. . 10.1021/acsami.1c08339

[207]

Stater EP, Morcos G, Isaac E, Ogirala A, Hsu HT, Longo VA, et al. Translatable drug-loaded iron oxide nanophore sensitizes murine melanoma tumors to monoclonal antibody immunotherapy. ACS Nano 2023;17(7):6178‒92. . 10.1021/acsnano.2c05800

[208]

Yang H, Jiang F, Zhang L, Wang L, Luo Y, Li N, et al. Multifunctional L-arginine-based magnetic nanoparticles for multiple-synergistic tumor therapy. Biomater Sci 2021;9(6):2230‒43. . 10.1039/d0bm01932a

[209]

Chen M, Deng G, He Y, Li X, Liu W, Wang W, et al. Ultrasound-enhanced generation of reactive oxygen species for MRI-guided tumor therapy by the Fe@Fe3O4-based peroxidase-mimicking nanozyme. ACS Appl Bio Mater 2020;3(1):639‒47. . 10.1021/acsabm.9b01006

[210]

Huang WT, Chan MH, Chen X, Hsiao M, Liu RS. Theranostic nanobubble encapsulating a plasmon-enhanced upconversion hybrid nanosystem for cancer therapy. Theranostics 2020;10(2):782‒96. . 10.7150/thno.38684

[211]

Tan Y, Yang S, Ma Y, Li J, Xie Q, Liu C, et al. Nanobubbles containing sPD-1 and Ce6 mediate combination immunotherapy and suppress hepatocellular carcinoma in mice. Int J Nanomed 2021;16:3241‒54. . 10.2147/ijn.s305857

[212]

Gao Y, Ma Q, Cao J, Shi Y, Wang J, Ma H, et al. Bifunctional alginate/chitosan stabilized perfluorohexane nanodroplets as smart vehicles for ultrasound and pH responsive delivery of anticancer agents. Int J Bio Macromol 2021;191:1068‒78. . 10.1016/j.ijbiomac.2021.09.166

[213]

Song L, Wang G, Hou X, Kala S, Qiu Z, Wong KF, et al. Biogenic nanobubbles for effective oxygen delivery and enhanced photodynamic therapy of cancer. Acta Biomater 2020;108:313‒25. . 10.1016/j.actbio.2020.03.034

[214]

Tenchov R, Bird R, Curtze AE, Zhou Q. Lipid nanoparticles─from liposomes to mRNA vaccine delivery, a landscape of research diversity and advancement. ACS Nano 2021;15(11):16982‒7015. . 10.1021/acsnano.1c04996

[215]

Liu Y, Wang X, Li J, Tang J, Li B, Zhang Y, et al. Sphingosine 1-phosphate liposomes for targeted nitric oxide delivery to mediate anticancer effects against brain glioma tumors. Adv Mater 2021;33(30):e2101701. . 10.1002/adma.202101701

[216]

Ghosh B, Biswas S. Polymeric micelles in cancer therapy: state of the art. J Control Release 2021;332:127‒47. . 10.1016/j.jconrel.2021.02.016

[217]

Yang B, Du J. On the origin and regulation of ultrasound responsiveness of block copolymer nanoparticles. Sci China Chem 2019;63:272‒81. . 10.1007/s11426-019-9612-8

[218]

Araste F, Aliabadi A, Abnous K, Taghdisi SM, Ramezani M, Alibolandi M. Self-assembled polymeric vesicles: focus on polymersomes in cancer treatment. J Control Release 2021;330:502‒28. . 10.1016/j.jconrel.2020.12.027

[219]

Kansız S, Elçin YM. Advanced liposome and polymersome-based drug delivery systems: considerations for physicochemical properties, targeting strategies and stimuli-sensitive approaches. Adv Colloid Interface Sci 2023;317:102930. . 10.1016/j.cis.2023.102930

[220]

Iqbal S, Blenner M, Alexander-Bryant A, Larsen J. Polymersomes for therapeutic delivery of protein and nucleic acid macromolecules: from design to therapeutic applications. Biomacromolecules 2020;21(4):1327‒50. . 10.1021/acs.biomac.9b01754

[221]

Nele V, Wojciechowski JP, Armstrong JPK, Stevens MM. Tailoring gelation mechanisms for advanced hydrogel applications. Adv Funct Mater 2020;30(42):2002759. . 10.1002/adfm.202002759

[222]

Awad NS, Paul V, AlSawaftah NM, ter Haar G, Allen TM, Pitt WG, et al. Ultrasound-responsive nanocarriers in cancer treatment: a review. ACS Pharmacol Transl Sci 2021;4(2):589‒612. . 10.1021/acsptsci.0c00212

[223]

Mitchell MJ, Billingsley MM, Haley RM, Wechsler ME, Peppas NA, Langer R. Engineering precision nanoparticles for drug delivery. Nat Rev Drug Discov 2021;20(2):101‒24. . 10.1038/s41573-020-0090-8

[224]

Hu X, Ha E, Ai F, Huang X, Yan L, He S, et al. Stimulus-responsive inorganic semiconductor nanomaterials for tumor-specific theranostics. Coordination Chem Rev 2022;473:214821. . 10.1016/j.ccr.2022.214821

[225]

Zou Y, Huang B, Cao L, Deng Y, Su J. Tailored mesoporous inorganic biomaterials: assembly, functionalization, and drug delivery engineering. Adv Mater 2021;33(2):e2005215. . 10.1002/adma.202005215

[226]

Zhou S, Zhong Q, Wang Y, Hu P, Zhong W, Huang CB, et al. Chemically engineered mesoporous silica nanoparticles-based intelligent delivery systems for theranostic applications in multiple cancerous/non-cancerous diseases. Coordination Chem Rev 2022;452:214309. . 10.1016/j.ccr.2021.214309

[227]

Tian Y, Liu Y, Wang L, Guo X, Liu Y, Mou J, et al. Gadolinium-doped hollow silica nanospheres loaded with curcumin for magnetic resonance imaging-guided synergistic cancer sonodynamic-chemotherapy. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl 2021;126:112157. . 10.1016/j.msec.2021.112157

[228]

Xu P, Yao J, Li Z, Wang M, Zhou L, Zhong G, et al. Therapeutic effect of doxorubicin-chlorin E6-loaded mesoporous silica nanoparticles combined with ultrasound on triple-negative breast cancer. Int J Nanomed 2020;15:2659‒68. . 10.2147/ijn.s243037

[229]

Fuentes-García JA, Alavarse AC, de Castro CE, Giacomelli FC, Ibarra MR, Bonvent JJ, et al. Sonochemical route for mesoporous silica-coated magnetic nanoparticles towards pH-triggered drug delivery system. J Mater Res Technol 2021;15:52‒67. . 10.1016/j.jmrt.2021.08.014

[230]

Mueller EN, Alina TB, Curry SD, Ganguly S, Cha JN, Goodwin AP. Silica-coated gold nanorods with hydrophobic modification show both enhanced two-photon fluorescence and ultrasound drug release. J Mater Chem B 2022;10(47):9789‒93. . 10.1039/d2tb02197h

[231]

Jin Q, Chen D, Song Y, Liu T, Li W, Chen Y, et al. Ultrasound-responsive biomimetic superhydrophobic drug-loaded mesoporous silica nanoparticles for treating prostate tumor. Pharmaceutics 2023;15(4):15. . 10.3390/pharmaceutics15041155

[232]

Chiang PH, Fan CH, Jin Q, Yeh CK. Enhancing doxorubicin delivery in solid tumor by superhydrophobic amorphous calcium carbonate-doxorubicin silica nanoparticles with focused ultrasound. Mol Pharm 2022;19(11):3894‒905. . 10.1021/acs.molpharmaceut.2c00384

[233]

Du M, Chen Y, Tu J, Liufu C, Yu J, Yuan Z, et al. Ultrasound responsive magnetic mesoporous silica nanoparticle-loaded microbubbles for efficient gene delivery. ACS Biomater Sci Eng 2020;6(5):2904‒12. . 10.1021/acsbiomaterials.0c00014

[234]

Kankala RK, Han YH, Na J, Lee CH, Sun Z, Wang SB, et al. Nanoarchitectured structure and surface biofunctionality of mesoporous silica nanoparticles. Adv Mater 2020;32(23):e1907035. . 10.1002/adma.201907035

[235]

Kankala RK, Han YH, Xia HY, Wang SB, Chen AZ. Nanoarchitectured prototypes of mesoporous silica nanoparticles for innovative biomedical applications. J Nanobiotechnol 2022;20(1):126. . 10.1186/s12951-022-01315-x

[236]

Lin FC, Xie Y, Deng T, Zink JI. Magnetism, ultrasound, and light-stimulated mesoporous silica nanocarriers for theranostics and beyond. J Am Chem Soc 2021;143(16):6025‒36. . 10.1021/jacs.0c10098

[237]

Hornsby TK, Kashkooli FM, Jakhmola A, Kolios MC, Tavakkoli JJ. Multiphysics modeling of low-intensity pulsed ultrasound induced chemotherapeutic drug release from the surface of gold nanoparticles. Cancers 2023;15(2):15. . 10.3390/cancers15020523

[238]

Fadera S, Chen PY, Liu HL, Lee IC. Induction therapy of retinoic acid with a temozolomide-loaded gold nanoparticle-associated ultrasound effect on glioblastoma cancer stem-like colonies. ACS Appl Mater Interfaces 2021;13(28):32845‒55. . 10.1021/acsami.1c09634

[239]

Shakeri-Zadeh A, Zareyi H, Sheervalilou R, Laurent S, Ghaznavi H, Samadian H. Gold nanoparticle-mediated bubbles in cancer nanotechnology. J Control Release 2021;330:49‒60. . 10.1016/j.jconrel.2020.12.022

[240]

Soetaert F, Korangath P, Serantes D, Fiering S, Ivkov R. Cancer therapy with iron oxide nanoparticles: agents of thermal and immune therapies. Adv Drug Deliv Rev 2020;163(164):65‒83.

[241]

Xiao Y, Du J. Superparamagnetic nanoparticles for biomedical applications. J Mater Chem B 2020;8(3):354‒67. . 10.1039/c9tb01955c

[242]

Farzin A, Etesami SA, Quint J, Memic A, Tamayol A. Magnetic nanoparticles in cancer therapy and diagnosis. Adv Healthcare Mater 2020;9(9):e1901058. . 10.1002/adhm.201901058

[243]

Zhao S, Yu X, Qian Y, Chen W, Shen J. Multifunctional magnetic iron oxide nanoparticles: an advanced platform for cancer theranostics. Theranostics 2020;10(14):6278‒309. . 10.7150/thno.42564

[244]

Yew YP, Shameli K, Miyake M, Khairudin NBBA, Mohamad SEB, Naiki T, et al. Green biosynthesis of superparamagnetic magnetite Fe3O4 nanoparticles and biomedical applications in targeted anticancer drug delivery system: a review. Arabian J Chem 2020;13(1):2287‒308. . 10.1016/j.arabjc.2018.04.013

[245]

O’Neill RT, Boulatov R. The many flavours of mechanochemistry and its plausible conceptual underpinnings. Nat Rev Chem 2021;5(3):148‒67. . 10.1038/s41570-020-00249-y

[246]

Chen Y, Mellot G, van Luijk D, Creton C, Sijbesma RP. Mechanochemical tools for polymer materials. Chem Soc Rev 2021;50(6):4100‒40. . 10.1039/d0cs00940g

[247]

An J, Hong H, Won M, Rha H, Ding Q, Kang N, et al. Mechanical stimuli-driven cancer therapeutics. Chem Soc Rev 2023;52(1):30‒46. . 10.1039/d2cs00546h

[248]

Versaw BA, Zeng T, Hu X, Robb MJ. Harnessing the power of force: development of mechanophores for molecular release. J Am Chem Soc 2021;143(51):21461‒73. . 10.1021/jacs.1c11868

[249]

Tu L, LiaoZ, Luo Z, Wu YL, Herrmann A, Huo S.Ultrasound-controlled drug release and drug activation for cancer therapy. Exploration 2021;1(3):20210023. . 10.1002/exp.20210023

[250]

Lloyd EM, Vakil JR, Yao Y, Sottos NR, Craig SL. Covalent mechanochemistry and contemporary polymer network chemistry: a marriage in the making. J Am Chem Soc 2023;145(2):751‒68. . 10.1021/jacs.2c09623

[251]

Huo S, Zhao P, Shi Z, Zou M, Yang X, Warszawik E, et al. Mechanochemical bond scission for the activation of drugs. Nat Chem 2021;13(2):131‒9. . 10.1038/s41557-020-00624-8

[252]

Shi Z, Song Q, Göstl R, Herrmann A. Mechanochemical activation of disulfide-based multifunctional polymers for theranostic drug release. Chem Sci 2020;12(5):1668‒74. . 10.1039/d0sc06054b

[253]

Shi Z, Wu J, Song Q, Göstl R, Herrmann A. Toward drug release using polymer mechanochemical disulfide scission. J Am Chem Soc 2020;142(34):14725‒32. . 10.1021/jacs.0c07077

[254]

Hu X, Zeng T, Husic CC, Robb MJ. Mechanically triggered small molecule release from a masked furfuryl carbonate. J Am Chem Soc 2019;141(38):15018‒23. . 10.1021/jacs.9b08663

[255]

Sun Y, Neary WJ, Burke ZP, Qian H, Zhu L, Moore JS. Mechanically triggered carbon monoxide release with turn-on aggregation-induced emission. J Am Chem Soc 2022;144(3):1125‒9. . 10.1021/jacs.1c12108

[256]

Zou M, Zhao P, Huo S, Göstl R, Herrmann A. Activation of antibiotic-grafted polymer brushes by ultrasound. ACS Macro Lett 2022;11(1):15‒9. . 10.1021/acsmacrolett.1c00645

[257]

Küng R, Pausch T, Rasch D, Göstl R, Schmidt BM. Mechanochemical release of non-covalently bound guests from a polymer-decorated supramolecular cage. Angew Chem Int Ed Engl 2021;60(24):13626‒30. . 10.1002/anie.202102383

[258]

Huo S, Liao Z, Zhao P, Zhou Y, Göstl R, Herrmann A. Mechano-nanoswitches for ultrasound-controlled drug activation. Adv Sci 2022;9(12):e2104696. . 10.1002/advs.202104696

[259]

Zhao P, Huo S, Fan J, Chen J, Kiessling F, Boersma AJ, et al. Activation of the catalytic activity of thrombin for fibrin formation by ultrasound. Angew Chem Int Ed Engl 2021;60(26):14707‒14. . 10.1002/anie.202105404

[260]

Huo S, Zhou Y, Liao Z, Zhao P, Zou M, Göstl R, et al. Reversible regulation of metallo-base-pair interactions for DNA dehybridization by ultrasound. Chem Commun 2021;57(60):7438‒40. . 10.1039/d1cc02402g

[261]

Zhou Y, Huo S, Loznik M, Göstl R, Boersma AJ, Herrmann A. Controlling optical and catalytic activity of genetically engineered proteins by ultrasound. Angew Chemi Int Ed Engl 2021;60(3):1493‒7. . 10.1002/anie.202010324

[262]

Lin X, Song J, Chen X, Yang H. Ultrasound-activated sensitizers and applications. Angew Chem Int Ed Engl 2020;59(34):14212‒33. . 10.1002/anie.201906823

[263]

Cao X, Li M, Liu Q, Zhao J, Lu X, Wang J. Inorganic sonosensitizers for sonodynamic therapy in cancer treatment. Small 2023;19(42):e2303195. . 10.1002/smll.202303195

[264]

Li D, Yang Y, Li D, Pan J, Chu C, Liu G. Organic sonosensitizers for sonodynamic therapy: from small molecules and nanoparticles toward clinical development. Small 2021;17(42):e2101976. . 10.1002/smll.202101976

[265]

Ouyang J, Tang Z, Farokhzad N, Kong N, Kim NY, Feng C, et al. Ultrasound mediated therapy: recent progress and challenges in nanoscience. Nano Today 2020;35:100949. . 10.1016/j.nantod.2020.100949

[266]

Son S, Kim JH, Wang X, Zhang C, Yoon SA, Shin J, et al. Multifunctional sonosensitizers in sonodynamic cancer therapy. Chem Soc Rev 2020;49(11):3244‒61. . 10.1039/c9cs00648f

[267]

Dong Z, Feng L, Hao Y, Li Q, Chen M, Yang Z, et al. Synthesis of CaCO3-based nanomedicine for enhanced sonodynamic therapy via amplification of tumor oxidative stress. Chem 2020;6:1391‒407. . 10.1016/j.chempr.2020.02.020

[268]

Yin Y, Jiang X, Sun L, Li H, Su C, Zhang Y, et al. Continuous inertial cavitation evokes massive ROS for reinforcing sonodynamic therapy and immunogenic cell death against breast carcinoma. Nano Today 2021;36:101009. . 10.1016/j.nantod.2020.101009

[269]

Liang S, Deng X, Xu G, Xiao X, Wang M, Guo X, et al. A novel Pt-TiO2 heterostructure with oxygen-deficient layer as bilaterally enhanced sonosensitizer for synergistic chemo-sonodynamic cancer therapy. Adv Funct Mater 2020;30(13):1908598. . 10.1002/adfm.201908598

[270]

Hoang QT, Ravichandran V, Cao TGN, Kang JH, Ko YT, Lee TI, et al. Piezoelectric Au-decorated ZnO nanorods: ultrasound-triggered generation of ROS for piezocatalytic cancer therapy. Chem Eng J 2022;435:135039. . 10.1016/j.cej.2022.135039

[271]

Qi Y, Ren S, Ye J, Bi S, Shi L, Fang Y, et al. Copper-single-atom coordinated nanotherapeutics for enhanced sonothermal-parallel catalytic synergistic cancer therapy. Adv Healthcare Mater 2023;12(23):e2300291. . 10.1002/adhm.202370138

[272]

Wang X, Zhong X, Gong F, Yu C, Cheng L. Newly developed strategies for improving sonodynamic therapy. Mater Horizons 2020;7(8):7. . 10.1039/d0mh00613k

[273]

Gong Z, Dai Z. Design and challenges of sonodynamic therapy system for cancer theranostics: from equipment to sensitizers. Adv Sci 2021;8(10):2002178. . 10.1002/advs.202002178

[274]

Zhu J, Ouyang A, Shen Z, Pan Z, Banerjee S, Zhang Q, et al. Sonodynamic cancer therapy by novel iridium-gold nanoassemblies. Chin Chem Lett 2022;33(4):1907‒12. . 10.1016/j.cclet.2021.11.017

[275]

Zhang Y, Zhang X, Yang H, Yu L, Xu Y, Sharma A, et al. Advanced biotechnology-assisted precise sonodynamic therapy. Chem Soc Rev 2021;50(20):11227‒48. . 10.1039/d1cs00403d

[276]

Jiang F, Yang C, Ding B, Liang S, Zhao Y, Cheng Z, et al. Tumor microenvironment-responsive MnSiO3-Pt@BSA-Ce6 nanoplatform for synergistic catalysis-enhanced sonodynamic and chemodynamic cancer therapy. Chin Chem Lett 2022;33(6):2959‒64. . 10.1016/j.cclet.2021.12.096

[277]

Pan X, Wang W, Huang Z, Liu S, Guo J, Zhang F, et al. MOF-derived double-layer hollow nanoparticles with oxygen generation ability for multimodal imaging-guided sonodynamic therapy. Angew Chem Int Ed Engl 2020;59(32):13557‒61. . 10.1002/anie.202004894

[278]

Bai S, Yang N, Wang X, Gong F, Dong Z, Gong Y, et al. Ultrasmall iron-doped titanium oxide nanodots for enhanced sonodynamic and chemodynamic cancer therapy. ACS Nano 2020;14(11):15119‒30. . 10.1021/acsnano.0c05235

[279]

Guo QL, Dai XL, Yin MY, Cheng HW, Qian HS, Wang H, et al. Nanosensitizers for sonodynamic therapy for glioblastoma multiforme: current progress and future perspectives. Mil Med Res 2022;9(1):26. . 10.1186/s40779-022-00386-z

[280]

Wu T, Liu Y, Cao Y, Liu Z. Engineering macrophage exosome disguised biodegradable nanoplatform for enhanced sonodynamic therapy of glioblastoma. Adv Mater 2022;34(15):e2110364. . 10.1002/adma.202110364

[281]

Liang K, Li Z, Luo Y, Zhang Q, Yin F, Xu L, et al. Intelligent nanocomposites with intrinsic blood-brain-barrier crossing ability designed for highly specific MR imaging and sonodynamic therapy of glioblastoma. Small 2020;16(8):e1906985. . 10.1002/smll.201906985

[282]

Liu T, Choi MH, Zhu J, Zhu T, Yang J, Li N, et al. Sonogenetics: recent advances and future directions. Brain Stimul 2022;15(5):1308‒17. . 10.1016/j.brs.2022.09.002

[283]

Rabut C, Yoo S, Hurt RC, Jin Z, Li H, Guo H, et al. Ultrasound technologies for imaging and modulating neural activity. Neuron 2020;108(1):93‒110. . 10.1016/j.neuron.2020.09.003

[284]

Ibsen S, Tong A, Schutt C, Esener S, Chalasani SH. Sonogenetics is a non-invasive approach to activating neurons in Caenorhabditis elegans . Nat Commun 2015;6(1):8264. . 10.1038/ncomms9264

[285]

Packer AM, Roska B, Häusser M. Targeting neurons and photons for optogenetics. Nat Neurosci 2013;16(7):805‒15. . 10.1038/nn.3427

[286]

Song J, Patel RV, Sharif M, Ashokan A, Michaelides M. Chemogenetics as a neuromodulatory approach to treating neuropsychiatric diseases and disorders. Mol Ther 2022;30(3):990‒1005. . 10.1016/j.ymthe.2021.11.019

[287]

Maresca D, Lakshmanan A, Abedi M, Bar-Zion A, Farhadi A, Lu GJ, et al. Biomolecular ultrasound and sonogenetics. Annu Rev Chem Biomol Eng 2018;9(1):229‒52. . 10.1146/annurev-chembioeng-060817-084034

[288]

Yoo S, Mittelstein DR, Hurt RC, Lacroix J, Shapiro MG. Focused ultrasound excites cortical neurons via mechanosensitive calcium accumulation and ion channel amplification. Nat Commun 2022;13(1):493. . 10.1038/s41467-022-28040-1

[289]

Duque M, Lee-Kubli CA, Tufail Y, Magaram U, Patel J, Chakraborty A, et al. Sonogenetic control of mammalian cells using exogenous transient receptor potential A1 channels. Nat Commun 2022;13(1):600. . 10.1038/s41467-022-28205-y

[290]

Wang S, Meng W, Ren Z, Li B, Zhu T, Chen H, et al. Ultrasonic neuromodulation and sonogenetics: a new era for neural modulation. Front Physiol 2020;11:787. . 10.3389/fphys.2020.00787

[291]

Yang Y, Pacia CP, Ye D, Zhu L, Baek H, Yue Y, et al. Sonothermogenetics for noninvasive and cell-type specific deep brain neuromodulation. Brain Stimul 2021;14(4):790‒800. . 10.1016/j.brs.2021.04.021

[292]

Pan Y, Yoon S, Sun J, Huang Z, Lee C, Allen M, et al. Mechanogenetics for the remote and noninvasive control of cancer immunotherapy. Proc Natl Acad Sci USA 2018;115(5):992‒7. . 10.1073/pnas.1714900115

[293]

Wen X, Tang S, Hong F, Wang X, Chen S, Hong L, et al. Non-apoptotic cell death induced by opening the large conductance mechanosensitive channel

[294]

MscL in hepatocellular carcinoma HepG 2 cells. Biomaterials 2020;250:120061.

[295]

Fan CH, Wei KC, Chiu NH, Liao EC, Wang HC, Wu RY, et al. Sonogenetic-based neuromodulation for the amelioration of Parkinson’s disease. Nano Lett 2021;21(14):5967‒76. . 10.1021/acs.nanolett.1c00886

[296]

Hou X, Qiu Z, Xian Q, Kala S, Jing J, Wong KF, et al. Precise ultrasound neuromodulation in a deep brain region using nano gas vesicles as actuators. Adv Sci 2021;8(21):e2101934. . 10.1002/advs.202101934

[297]

He T, Wang H, Wang T, Pang G, Zhang Y, Zhang C, et al. Sonogenetic nanosystem activated mechanosensitive ion channel to induce cell apoptosis for cancer immunotherapy. Chem Eng J 2021;407:27173. . 10.1016/j.cej.2020.127173

[298]

Wang T, Wang H, Pang G, He T, Yu P, Cheng G, et al. A logic AND-gated sonogene nanosystem for precisely regulating the apoptosis of tumor cells. ACS Appl Mater Interfaces 2020;12(51):56692‒700. . 10.1021/acsami.0c13453

[299]

Chen Y, Du M, Yuan Z, Chen Z, Yan F. Spatiotemporal control of engineered bacteria to express interferon-γ by focused ultrasound for tumor immunotherapy. Nat Commun 2022;13(1):4468. . 10.1038/s41467-022-31932-x

[300]

Abedi MH, Yao MS, Mittelstein DR, Bar-Zion A, Swift MB, Lee-Gosselin A, et al. Ultrasound-controllable engineered bacteria for cancer immunotherapy. Nat Commun 2022;13(1):1585. . 10.1038/s41467-022-29065-2

[301]

Bar-Zion A, Nourmahnad A, Mittelstein DR, Shivaei S, Yoo S, Buss MT, et al. Acoustically triggered mechanotherapy using genetically encoded gas vesicles. Nature Nanotechnol 2021;16(12):1403‒12. . 10.1038/s41565-021-00971-8

[302]

Bismuth M, Katz S, Mano T, Aronovich R, Hershkovitz D, Exner AA, et al. Low frequency nanobubble-enhanced ultrasound mechanotherapy for noninvasive cancer surgery. Nanoscale 2022;14(37):13614‒27. . 10.1039/d2nr01367c

[303]

Cafarelli A, Marino A, Vannozzi L, Puigmartí-Luis J, Pané S, Ciofani G, et al. Piezoelectric nanomaterials activated by ultrasound: the pathway from discovery to future clinical adoption. ACS Nano 2021;15(7): 11066‒86. . 10.1021/acsnano.1c03087

[304]

Turner BL, Senevirathne S, Kilgour K, McArt D, Biggs M, Menegatti S, et al. Ultrasound-powered implants: a critical review of piezoelectric material selection and applications. Adv Healthcare Mater 2021;10(17): e2100986. . 10.1002/adhm.202100986

[305]

Zhu P, Chen Y, Shi J. Piezocatalytic tumor therapy by ultrasound-triggered and BaTiO3-mediated piezoelectricity. Adv Mater 2020;32(29):e2001976. . 10.1002/adma.202001976

[306]

Kok HP, Cressman ENK, Ceelen W, Brace CL, Ivkov R, Grüll H, et al. Heating technology for malignant tumors: a review. Int J Hyperthermia 2020;37(1):711‒41. . 10.1080/02656736.2020.1779357

[307]

Izadifar Z, Izadifar Z, Chapman D, Babyn P. An introduction to high intensity focused ultrasound: systematic review on principles, devices, and clinical applications. J Clin Med 2020;9(2):9. . 10.3390/jcm9020460

[308]

Yang L, Tian B, Xie Y, Dong S, Yang M, Gai S, et al. Oxygen-vacancy-rich piezoelectric BiO2- x nanosheets for augmented piezocatalytic, sonothermal, and enzymatic therapies. Adv Mater 2023;35(29):e2300648. . 10.1002/adma.202300648

AI Summary AI Mindmap
PDF (11837KB)

7125

访问

0

被引

详细

导航
相关文章

AI思维导图

/