红细胞膜大尺度表面修饰脱细胞基质促进心脏瓣膜原位再生

刘雨琦 , 范鹏凝 , 许银 , 张峻维 , 徐力 , 李金生 , 王世杰 , 李飞 , 陈思 , 史嘉玮 , 乔韡华 , 董念国

工程（英文） ›› 2024, Vol. 41 ›› Issue (10) : 228 -243.

PDF (34705KB)
工程（英文） ›› 2024, Vol. 41 ›› Issue (10) : 228 -243. DOI: 10.1016/j.eng.2024.04.019
研究论文

红细胞膜大尺度表面修饰脱细胞基质促进心脏瓣膜原位再生

作者信息 +

Large-Scale Surface Modification of Decellularized Matrix with Erythrocyte Membrane for Promoting In Situ Regeneration of Heart Valve

Author information +
文章历史 +
PDF (35537K)

摘要

原位再生是一种很有前景的组织工程心脏瓣膜（TEHVs）构建方法。当前，脱细胞心脏瓣膜（DHV）被广泛用作TEHV支架。然而，DHV的血液相容性有限，内皮化存在显著的困难，导致血栓形成和移植物衰败。红细胞膜（RBCM）具有优异的生物相容性和长循环稳定性，在药物递送领域广泛应用于纳米颗粒的伪装；然而，目前还没有应用红细胞膜大尺度修饰脱细胞细胞外基质（ECM）的报道。我们首次采用层层组装的方法将RBCM稳定修饰在DHV表面，构建新型的TEHV支架。研究结果表明，该支架能够有效防止血浆蛋白吸附、活化血小板黏附和红细胞聚集，显著改善了DHV的血液相容性，并在体外诱导巨噬细胞向M2表型极化。此外，RBCM修饰显著提高了DHV的机械性能和酶稳定性。大鼠皮下包埋和腹主动脉移植模型表明，该支架调节巨噬细胞极化，使其成为抗炎和促进再生的M2表型，并在早期促进血管内皮化和ECM重塑，且不会引发血栓和钙化。该新型TEHV具有优异的性能，能够克服临床常用瓣膜替代物的局限性。

Abstract

In situ regeneration is a promising strategy for constructing tissue engineering heart valves (TEHVs). Currently, the decellularized heart valve (DHV) is extensively employed as a TEHV scaffold. Nevertheless, DHV exhibits limited blood compatibility and notable difficulties in endothelialization, resulting in thrombosis and graft failure. The red blood cell membrane (RBCM) exhibits excellent biocompatibility and prolonged circulation stability and is extensively applied in the camouflage of nanoparticles for drug delivery; however, there is no report on its application for large-scale modification of decellularized extracellular matrix (ECM). For the first time, we utilized a layer-by-layer assembling strategy to immobilize RBCM on the surface of DHV and construct an innovative TEHV scaffold. Our findings demonstrated that the scaffold significantly improved the hemocompatibility of DHV by effectively preventing plasma protein adsorption, activated platelet adhesion, and erythrocyte aggregation, and induced macrophage polarization toward the M2 phenotype in vitro. Moreover, RBCM modification significantly enhanced the mechanical properties and enzymatic stability of DHV. The rat models of subcutaneous embedding and abdominal aorta implantation showed that the scaffold regulated the polarization of macrophages into the anti-inflammatory and pro-modeling M2 phenotype and promoted endothelialization and ECM remodeling in the early stage without thrombosis and calcification. The novel TEHV exhibits excellent performance and can overcome the limitations of commonly used clinical prostheses.

关键词

原位组织工程心脏瓣膜 / 红细胞膜 / 血管内皮化 / 血液相容性 / 免疫调节

Key words

In situ tissue engineering heart valves / Red blood cell membrane / Endothelialization / Hemocompatibility / Immunomodulation

引用本文

引用格式 ▾
刘雨琦,范鹏凝,许银,张峻维,徐力,李金生,王世杰,李飞,陈思,史嘉玮,乔韡华,董念国. 红细胞膜大尺度表面修饰脱细胞基质促进心脏瓣膜原位再生[J]. 工程（英文）, 2024, 41(10): 228-243 DOI:10.1016/j.eng.2024.04.019

登录浏览全文

4963

注册一个新账户 忘记密码

1 引言

瓣膜性心脏病（VHD）是心血管疾病的一个重要领域，主要由退行性疾病、风湿性心脏病或先天性心脏病引起。VHD威胁着数百万人的生命，是患者死亡的主要原因[1]。迄今为止，心脏瓣膜（HV）置换术是治疗无法修复的VHD患者的唯一有效的方法[2]。然而，现有的瓣膜替代物，包括机械和生物心脏瓣膜（BHV），都有许多缺点。机械瓣易引发血栓形成和栓塞事件，因此，接受机械瓣膜置换术的患者需要终身接受抗凝治疗，这增加了出血或血栓栓塞的风险。BHV的血液相容性较好，接受BHV置换术的患者只需进行3~6个月的抗凝治疗。然而，BHV容易出现钙化和衰败，耐久性仅15年左右。此外，由于瓣膜缺乏生长能力，使得儿童患者需要进行多次外科手术。VHD的治疗研究侧重于新型人工瓣膜，包括具有良好抗凝性能的聚合物瓣膜和机械瓣膜以及原位组织工程心脏瓣膜（TEHV）[3]。原位TEHV可以通过控制宿主对植入生物材料的反应实现修复、重塑和再生，在治疗VHD方面极具前景。

脱细胞心脏瓣膜（DHV）是使用适当的脱细胞技术从同种或异种HV中获得的。DHV是TEHV构建中最常用的支架，其保留了瓣膜的天然结构并降低免疫应答。商业化的DHV异种移植物已用于临床前和临床试验，包括CorMatrix和Matrix P等[4‒6]。这些替代物的血液相容性有限，不具备重塑和再细胞化功能。此外，DHV支架可引发强烈的免疫应答，导致瓣叶增厚、钙化和衰败[4,7‒8]。再细胞化能力不佳的DHV支架将暴露于血浆蛋白，从而导致血小板（PLT）黏附、活化并促进血栓形成[9‒10]。因此，改善血液相容性和加速植入后再细胞化的修饰方法可促进DHV支架的原位再生并延长其耐久度[11]。

由于磷脂双分子层的亲水性头部和表面糖蛋白引起的空间位阻，红细胞膜（RBCM）表现出卓越的血液相容性和抗生物污染特性[12]。RBCM的这些有利的特性，再加上其丰富性和可及性，使其成为细胞膜包被的首选。RBCM包被的纳米颗粒已广泛用于药物递送，以防止免疫识别并确保在血液循环中的长期稳定性[13]。RBCM包被是表面修饰、减弱免疫应答和加速再细胞化的理想候选物，但目前仅用于脱细胞细胞外基质（dECM）。

细胞外基质（ECM）是DHV的主要成分，带负电荷，对RBCM具有电排斥性[14]，影响修饰稳定性。因此，引入其他物质与RBCM共同修饰DHV，构建稳定的涂层，可以改善RBCM的功能。聚乙烯亚胺（PEI）是一种强韧、带正电的阳离子聚合物，广泛用于层层（LbL）自组装。然而，PEI丰富的氨基导致其有一定程度的细胞毒性。因此，PEI在生物材料中的应用需要引入其他基团修饰[15]。受贻贝启发的邻苯二酚基团是一种常见的官能团，可通过共价和非共价相互作用增强对各种基质的黏附。然而，邻苯二酚官能化PEI（PEI-C）与dECM上的RBCM涂层结合的稳定性仍然不确定。

在本研究中，我们应用LbL自组装方法开发了一种名为DHV-PEI-C-RBCM的新型TEHV，该新型TEHV利用带强正电荷的PEI-C将RBCM固定在DHV表面作为中间层。并在体外评估了TEHV的机械性能、血液相容性和细胞相容性。此外，通过小动物皮下包埋模型和腹主动脉移植模型对其组织相容性、抗钙化性和抗免疫应答性进行了测定。我们的修饰策略可以增强红细胞膜在生物材料宏观尺度修饰中的适用性，增强TEHV的血液相容性，使巨噬细胞向抗炎和促进再生的M2表型极化，并促进瓣膜的原位再生。

2 材料与方法

2.1 材料

除非另有说明，所有化学品均购自Sigma-Aldrich（美国），所有细胞培养试剂均购自Gibco（美国）。PEI（分子量= 25 000 kDa）和3-（3,4-二羟基苯基）丙酸购自美伦生物有限公司。细胞计数试剂盒-8（CCK-8）和钙黄绿素-AM/碘化丙啶（PI）细胞活力/细胞毒性检测试剂盒购自碧云天生物有限公司。一抗和荧光二抗购自Abcam（英国）。

2.2 PEI-C和RBCM的制备

2.2.1 PEI-C的制备

如前所述[16]制备PEI-C。简而言之，将3.00 g PEI溶解在300 mL磷酸盐缓冲盐水（PBS）中，并使用1 mol∙L-1的盐酸将溶液pH值调节至5.5。然后，向溶液中加入1.52 g 3-（3,4-二羟基苯基）丙酸和2.71 g 1-（3-二甲基氨基丙基）-3-乙基碳二亚胺盐酸盐（EDC），并使用1 mol∙L-1的氢氧化钠溶液将pH值调节至5.5。使用磁力搅拌器在室温下搅拌反应混合物2 h。进行充分透析以消除未反应的试剂和副产物。

2.2.2 RBCM的制备

通过心脏穿刺，从健康雄性Sprague Dawley（SD）大鼠（体重150~200 g）中获得全血，并收集在含有柠檬酸葡萄糖（ACD）溶液的试管（1∶9, V/V），在4 ℃下以1600 r∙min-1的速度离心10 min并用等体积的PBS洗涤三次以获得红细胞（RBCs）。洗涤后的红细胞在0.25 × PBS溶液中重悬30 min，然后在4 ℃下以12 000 r∙min-1的速度离心5 min，以获得红细胞血影。在反复冷冻和解冻循环后获得RBCM。

2.3 DHV和戊二醛交联心脏瓣膜（GLUT-HV）的制备

DHV的制备如前所述[17]。简而言之，用冷肝素盐水冲洗从当地屠宰场采集的猪主动脉瓣膜。随后将瓣膜浸泡在37 ℃的M3系统[2% w/V 3-[（3-胆酰氨丙基）二甲基氨基]-1-丙磺酸盐（CHAPS）和2 mmol∙L-1的磷酸三丁酯（TnBP）溶于40 mmol∙L-1的Tris-HCl溶液中] 24 h，并以110 r∙min-1的速度旋转；然后在37 ℃的M4系统中（2% w/V CHAPS、2% w/V磺基甜菜碱3‒10、1% w/V酰胺基磺基甜菜碱-14和2mmol∙L-1的TnBP溶于40 mmol∙L-1的Tris-HCl溶液中）再浸泡24 h并以110 r∙min-1的速度旋转。在PBS中充分冲洗后，用核酸酶系统处理瓣膜24 h以获得DHV，并将其储存在4 ℃下。GLUT-HV由天然HV与0.625% w/V戊二醛溶液在37 ℃下、黑暗中以110 r∙min-1的速度交联24 h制备。

2.4 在DHV上形成PEI-C和RBCM涂层

通过LbL自组装将PEI-C和RBCM包被在DHV上制备DHV‒PEI-C和DHV‒PEI-C‒RBCM。在37 ℃下，将清洁的DHV基质浸入PEI-C溶液（10 mg∙L-1）中保持24 h，并以110 r∙min-1的速度旋转，以获得DHV‒PEI-C。在PBS中充分冲洗数次后，将DHV‒PEI-C浸没在RBCM混悬液中，以获得RBCM包被的DHV‒PEI-C（DHV‒PEI-C‒RBCM）。RBCM混悬液预先在室温下用浴式超声波处理24 h。随后，用1 × PBS充分清洗DHV‒PEI-C‒RBCM。

2.5 原子力显微镜（AFM）扫描和粗糙度分析

为检测DHV、DHV‒PEI-C和DHV‒PEI-C‒RBCM的表面粗糙度，在环境条件（25 °C，相对湿度25%）下，使用配备Nanoscope V控制器的多模式8扫描探针显微镜（布鲁克，美国）进行AFM测量。使用Nanoscope软件分析粗糙度。

2.6 血液相容性实验

2.6.1 PLT吸收实验和乳酸脱氢酶（LDH）测定

如前所述采集全血。富血小板血浆（PRP）在1600 r∙min-1下离心10 min。将不同的瓣膜样品与PRP在37 ℃下孵育1 h，并用PBS清洗。使用LDH测定法（碧云天股份有限公司）测定黏附的PLT。用2.5% w/V戊二醛溶液固定并冻干后，通过扫描电子显微镜（SEM）观察样品。

2.6.2 离体颈动静脉（A-V）分流实验

将DHV、DHV‒PEI-C、DHV‒PEI-C‒RBCM和GLUT-HV样品切割成矩形（10 mm × 7 mm）并封闭在聚氯乙烯（PVC）导管的内表面。用1% w/V戊巴比妥钠溶液麻醉日本白兔。隔离左颈动脉和右颈静脉后，通过插管和导管建立离体循环，使血流接触样品。接触血流90 min后，分离导管并在PBS中清洗样品。采集图像以观察样本上的血栓。然后，在通过SEM进行检测之前，用2.5% w/V的Glut溶液固定样品。

2.6.3 溶血率评估

为测定样品的溶血率，在4000 r∙min-1下离心10 min，从柠檬酸盐血液样本中获得纯RBC。将所有样品（n = 6）切成直径为7.9 mm的标准试片，并在37 ℃下与RBC混悬液（RBC 200 μL溶于1 mL生理盐水中）一起孵育1 h。分别向1 mL蒸馏水和生理盐水中加入200 μL的RBC，制备阳性和阴性对照组。孵育后，将所有试管在4000 r∙min-1下离心10 min，然后拍摄图像。使用酶标仪收集200 μL上清液，在540 nm处检测光密度（OD）。溶血率计算如下：

溶血 率 =   ( O D s a m p l e   ‒   O D n e g a t i v e ) / ( O D p o s i t i v e   ‒   O D n e g a t i v e )   ×   100 %

2.6.4 血浆蛋白吸附实验

将DHV、DHV‒PEI-C、DHV‒PEI-C‒RBCM和GLUT-HV切成直径为6.35 mm的标准试片，在PBS中清洗，并置于96孔板中。将所有样本均与浓度为1 mg∙mL-1的200 μL异硫氰酸荧光素标记的牛血清白蛋白（FITC-BSA）或纤维蛋白原（FITC-Fg）一起孵育1 h。使用荧光显微镜（AXIO Observer 7；蔡司，德国）采集荧光图像。使用ImageJ软件确定平均荧光强度。

2.7 大鼠皮下包埋模型

模型构建和组织学染色的详细信息见附录A。在术后7天、14天或28天对大鼠实施安乐死。切开并固定植入物。通过苏木精和伊红（H&E）、Masson和Elastica van Gieson（EVG）染色测量ECM变化。通过Von Kossa染色评估钙化。通过以下公式计算体内相对降解：

相对 降解 率 =   ( d 0   -   d 28 ) / d 0   ×   100 %

式中，d 0和d 28分别为皮下包埋前和手术后28天的样品厚度。

2.8 大鼠腹主动脉移植模型

采用大鼠腹主动脉移植模型研究血流动力学条件下的生物力学特性和生物相容性。为构建模型，将DHV、DHV‒PEI-C‒RBCM和GLUT-HV剪切成矩形（5 mm × 5 mm），然后缝合成心室面朝内的小管。SD大鼠（雄性，180 g）通过吸入3%异氟烷进行麻醉，剖腹暴露腹主动脉。然后，游离1 cm的腹主动脉，用无创动脉夹阻断，并从正中切断。在30 min内，用大约十根缝合线（9‒0 prolene；爱惜康，美国）将瓣膜管端对端吻合植入腹主动脉中。随后，取出动脉夹，压迫止血并关腹。术后每两天评估一次后肢运动，并在术后4周使用多普勒超声测量移植物的通畅性。在移植后7天、14天和28天处死大鼠，以评估ECM变化、钙化、炎症、细胞化和重塑。使用电感耦合等离子体发射光谱仪（ICP-OES）检测所有样品的钙（Ca）含量。简言之，将所有样品冻干，并测量初始重量（m 0, mg）。用硝酸和过氧化氢处理后，用超纯水填充溶液至25 mL。然后，使用ICP-OES测量钙浓度（C x, μg∙mL-1），计算钙含量（C Ca, μg∙mL-1）如下：

C Ca = (C x × 25)/m 0

2.9 统计分析

所有定量数据均表示为平均值±平均值标准误差（SEM）。使用Graph-Pad Prism或Origin软件进行统计分析。使用单因素方差分析（ANOVA）评估显著差异，然后进行事后Tukey多重比较。p < 0.05为具有显著性[不显著（ns），p > 0.05；* p < 0.05，** p < 0.01，*** p < 0.001]。

3 结果

3.1 DHV表面包被PEI-C和RBCM

我们用3-（3,4-二羟基苯基）丙酸将邻苯二酚基团引入PEI，在EDC催化下合成了带正电荷的受贻贝启发的聚合物PEI-C。通过红细胞低渗裂解制备RBCM。DHV的构建以及DHV‒PEI-C和DHV‒PEI-C‒RBCM的LbL组装如图1所示。

动态光散射（DLS）检测表明，RBCM的粒径呈单峰分布，平均粒径为164.1 nm，该分布与透射电子显微镜（TEM）图像一致[图2（a）和（b）]。此外，傅里叶变换红外光谱（FTIR）分析表明，P=O伸缩振动在1231 cm-1处观察到峰，P‒O‒C伸缩振动在1054 cm-1处观察到峰，这些峰在磷脂双层中大量存在。这些发现表明成功提取了RBCM，如附录A中的图S1（a）所示[18]。PEI-C的H核磁共振（HNMR）谱表明，PEI-C的3-（3,4-二羟基苯基）丙酸苯环质子含量为百万分之6.5~7.0（ppm），表明合成成功[附录A中的图S1（b）]。如图2（c）所示，PEI-C的Zeta电位为+74.1 mV，RBCM的为-52.3 mV，表明PEI-C和RBCM带相反电荷，系统稳定且无聚集，可在DHV表面组装[19]。与巨噬细胞共培养支持RBCM的免疫调节功能。免疫荧光染色显示，与RBCM共培养后，分化簇206（CD206）的表达增加[附录A中的图S1（c）]。这一发现表明红细胞膜可促进巨噬细胞极化为M2表型，M2表型以其免疫调节特性而著称。

在PEI-C溶液和RBCM混悬液中连续交联后，瓣叶的总体视图从乳白色变为棕色。这种变化主要来源于PEI-C的颜色[图2（d）]。SEM图像显示，PEI-C交联后，DHV表面的波浪状、分枝状和弯曲状纤维减少。RBCM包被后，颗粒状结构的粒子与表面结合，表明PEI-C和RBCM的修饰成功。作为细胞膜的标志，DHV‒PEI-C‒RBCM的磷元素能量色散谱（EDS）点扫描比DHV和DHV‒PEI-C的增量明显更大[图2（d）和（e）]。为了标记表面的RBCM，我们使用了1,1′-二十八烷基-3,3,3′,3′-四甲基吲哚菁高氯酸盐（DiI），这是一种亲脂性示踪剂，与磷脂结合后会发出红色荧光。DHV‒PEI-C‒RBCM的荧光强度明显高于DHV和DHV‒PEI-C。使用赛默飞世尔科技的iCAP PRO ICP-OES准确定量了磷元素[图2（f）]。DHV‒PEI-C‒RBCM的磷含量（0.149% ± 0.036%）显著高于DHV（0.057% ± 0.014%）和DHV‒PEI-C（0.053% ± 0.020%），表明DHV‒PEI-C‒RBCM表面存在磷脂。这些结果证实了RBCM在DHV表面的包被。

采用X射线光电子能谱（XPS）分析研究了三种类型心脏瓣膜表面的元素特征。脱细胞DHV富含蛋白质，如胶原蛋白和弹性蛋白，而磷脂是细胞膜的主要成分[10,20]。因此，与DHV和DHV‒PEI-C相比，DHV‒PEI-C‒RBCM的磷元素比例相对较高。如图2（g）和（h）所示，DHV‒PEI-C‒RBCM在133.5 eV处的磷2p（P2p）峰明显高于DHV和DHV‒PEI-C。DHV‒PEI-C‒RBCM由于PEI-C中缺乏-COOR，C1s光谱的高分辨率扫描显示DHV‒PEI-C中没有-COOR基团，DHV‒PEI-C‒RBCM中再次出现-COOR基团，表明PEI-C和RBCM的修饰成功[附录A中的图S1（d）]。RBCM包被的稳定性是另一个值得考虑的问题。如附录A中的图S1（e）和（f）所示，DHV‒PEI-C‒RBCM的荧光强度显著高于DHV‒RBCM。在DHV‒PEI-C‒RBCM表面仍存在显著的荧光信号，表明PEI-C稳定了RBCM包被。这些结果证明修饰策略成功。

3.2 DHV‒PEI-C‒RBCM的表征

3.2.1 表面粗糙度和亲水性

采用AFM观察支架的表面形态。如图3（a）和（b）所示，AFM的三维（3D）扫描表明，RBCM修饰显著增加了Ra值（粗糙度指标），这主要归因于表面的颗粒结构。水接触角（WCA）测试表明，PEI-C修饰降低了润湿性。对RBCM进行修饰后，DHV‒PEI-C‒RBCM支架的亲水性显著高于DHV。这种现象是由于磷脂的亲水性头部造成的[图3（c）]。更粗糙的表面和更好的亲水性可以为DHV‒PEI-C‒RBCM提供更好的细胞相容性，促进细胞在瓣膜表面的黏附和增殖。

3.2.2 机械性能

足够的机械强度在TEHV的构建中至关重要。为研究三种支架的机械性能并与生物瓣膜进行比较，我们通过单轴拉伸试验评估了天然猪GLUT-HV、DHV、DHV‒PEI-C和DHV‒PEI-C‒RBCM样品。大体照片显示，PEI-C包被后，下垂的DHV瓣叶变硬，而RBCM包被后无显著变化（附录A中的图S2）。四个样品的应力-应变曲线如图3（d）所示。曲线的斜率表示样品的弹性模量。与DHV相比，DHV‒PEI-C、DHV‒PEI-C‒RBCM和GLUT-HV的曲线更陡峭，表明其机械性能更好[图3（d）]。极限抗拉强度、极限应变和杨氏模量的统计分析也证实了研究结果[图3（e）~（g）]。相比之下，DHV‒PEI-C、DHV‒PEI-C‒RBCM和GLUT-HV之间无统计学显著差异。单轴拉伸试验结果表明，PEI-C修饰提高了DHV的机械性能，使其在临床实践中与生物瓣膜相当。

3.2.3 酶水解稳定性

作为ECM的主要成分，胶原蛋白和弹性蛋白的稳定性决定了HV的耐久性。分别用胶原酶和弹性蛋白酶溶液在体外分解支架。然后，计算干重损失以研究降解速率。正如预期，胶原酶处理后DHV的降解率（77.612% ± 9.125%）显著高于DHV‒PEI-C、DHV‒PEI-C‒RBCM和GLUT-HV [图3（h）]。此外，经弹性蛋白酶处理后，DHV‒PEI-C‒RBCM与DHV的降解率存在显著差异[图3（i）]。这些结果表明包被PEI-C和RBCM使dECM稳定，防止蛋白酶降解，并有效地延长了耐久性。

3.3 DHV‒PEI-C‒RBCM的细胞毒性和免疫调节特性

3.3.1 细胞毒性

移植后，支架与各种类型的细胞相互作用，如循环血液中的内皮细胞（EC）。在本研究中，将人脐静脉内皮细胞（HUVEC）接种在支架表面进行细胞毒性研究。对于细胞黏附，在2 h和4 h拍摄的荧光图像显示DHV、DHV‒PEI-C和DHV‒PEI-C‒RBCM表面的细胞数量逐渐增加，而GLUT-HV表面的细胞数量显著减少[图4（a）]。细胞增殖实验结果显示，3天后，在DHV、DHV‒PEI-C和DHV‒PEI-C‒RBCM组中观察到不完整的EC层。7天后，这些组形成了完整的EC层，没有死亡细胞的迹象。相比之下，在第3天和第7天，在GLUT-HV组中未观察到活细胞[图4（b）]。采用CCK-8法测定支架上的表层细胞的存活率。细胞增殖曲线验证了上述结论[图4（c）]。此外，用支架浸提液培养HUVEC。与DHV、DHV‒PEI-C和DHV‒PEI-C‒RBCM相比，GLUT-HV浸提液对细胞增殖具有显著的抑制作用[图4（d）]。这些结果表明，DHV‒PEI-C‒RBCM具有良好的细胞相容性，能实现细胞再生和原位再生，提示其在再生医学方面应用的潜力。

3.3.2 DHV‒PEI-C‒RBCM的免疫调节特性

我们使用RAW 264.7细胞研究免疫微环境和巨噬细胞极化。诱导型一氧化氮合酶（iNOS；巨噬细胞M1表型标记）和CD206（巨噬细胞M2表型标记）的免疫荧光染色表明，与DHV相比，RBCM修饰后向M2表型的分化显著增加[图4（e）]。培养上清液中的炎性细胞因子芯片检测显示，与DHV相比，RBCM包被后，促炎细胞因子的水平[包括白细胞介素-1β（IL-1β）、IL-2、IL-6和肿瘤坏死因子-α（TNF-α）]显著降低[图4（f）]。此外，抗炎细胞因子（如IL-4和IL-10）的浓度显著增加。这些抗炎细胞因子促进巨噬细胞向M2表型极化。这些结果表明，DHV‒PEI-C‒RBCM可使巨噬细胞极化，向M2表型转变。

3.4 DHV‒PEI-C‒RBCM的血液相容性

3.4.1 血栓形成

在动态血流和静态条件下评估DHV‒PEI-C‒RBCM的抗血栓形成能力。图5（a）显示了离体颈A-V分流模型的示意图。模型的大体视图和样本的特写图像如附录A中的图S3（a）所示。DHV和DHV‒PEI-C导管样本在循环2 h后出现明显阻断[附录A中的图S3（b）]。此外，在DHV表面观察到明显的血栓，而在DHV‒PEI-C表面的血液成分较少。正如预期，在DHV‒PEI-C‒RBCM和GLUT-HV上几乎未发现血栓[图5（b）]。SEM图像表明，许多红细胞聚集在DHV表面，而在DHV‒PEI-C‒RBCM和GLUT-HV上观察到的红细胞很少[图5（c）]。体外实验也证实了这一结论（附录A中的图S4），表明与DHV相比，PEI-C‒RBCM修饰可预防血栓形成。

3.4.2 PLT黏附

使用PRP进行体外PLT黏附试验。大量活化的PLT黏附在DHV表面，伴有扩展的融合树突状伪足[图5（d）]。在DHV‒PEI-C上观察到程度较轻的非活化盘状PLT。在RBCM进一步修饰后，在DHV‒PEI-C‒RBCM上几乎未观察到PLT。在GLUT-HV组中观察到相似的结果。LDH试剂盒对吸收的PLT的定量检测证实了上述结果[图5（e）]，正如预期，DHV组在490 nm处测得的OD值较高，而DHV‒PEI-C组的OD值明显较低，表明DHV组黏附的PLT数量更多。此外，与DHV‒PEI-C组相比，DHV‒PEI-C‒RBCM组黏附的PLT明显更少。GLUT-HV组也得出了相似的结论。DHV‒PEI‒C‒RBCM表面PLT数量减少表明RBCM具有抗生物污染特性，表明其具有良好的血液相容性[12]。

3.4.3 溶血率评估

溶血实验图像如图5（f）所示。DHV、GLUT-HV、DHV‒PEI-C和DHV‒PEI-C‒RBCM的溶血率分别为0.363% ± 0.158%、0.313% ± 0.198%、0.365% ± 0.095%和0.343% ± 0.052%，组间无统计学差异[图5（g）]。所有溶血率均显著低于5%，符合血液接触产品临床应用的要求。这些结果表明，PEI-C和RBCM修饰均未诱导溶血。

3.4.4 血浆蛋白吸附实验

用异硫氰酸荧光素标记血浆组分中带负电荷的BSA和带正电荷的Fg，并与样品一起孵育，以评估它们抗血浆蛋白吸附的能力。对于FITC-BSA，在DHV组中观察到荧光增强，表明两种类型的蛋白在dECM支架都存在大量吸附。在DHV基质上涂覆PEI-C后，荧光强度显著降低。与GLUT-HV组相比，在DHV‒PEI-C‒RBCM组中观察到荧光强度进一步降低，并具有统计学意义[图5（h）和（i）]。在FITC-Fg处理的样品中观察到相同的趋势[图5（j）和（k）]。这些结果证明了DHV‒PEI-C‒RBCM具有良好的血液相容性。

3.5 皮下包埋后DHV‒PEI-C‒RBCM移植物的体内评估

前述结果证实DHV‒PEI-C‒RBCM具有出色的细胞相容性、免疫调节和血液相容性。因此，移植后，将DHV‒PEI-C‒RBCM的重塑过程与DHV和GLUT-HV组进行了比较。

3.5.1 体内降解和钙化评估

采用大鼠皮下包埋模型研究移植物的组织相容性。代表性组织学图像（H&E、Masson、EVG和Von Kossa染色）和皮下包埋物的相对降解分析如图6（a）和（b）以及附录A中的图S5至图S7所示。DHV和DHV‒PEI-C‒RBCM中无细胞核，表明脱细胞效果良好。正如预期，细胞在包埋7天、14天和28天后逐渐浸润DHV和DHV‒PEI-C‒RBCM移植物，但在任何时间点，GLUT-HV都没有浸润[图6（a）]。Masson和EVG染色显示DHV中胶原和弹性蛋白明显降解，但在DHV‒PEI-C‒RBCM和GLUT-HV中未见降解（图S5和S6）。包埋28天前后的厚度测量也表明，DHV‒PEI-C‒RBCM和GLUT组的降解率显著低于DHV组（图S7）。进行Von Kossa染色以研究移植物的钙化情况，结果表明，仅在GLUT-HV组中观察到钙化结节，钙化程度随时间而增加[图6（b）]。这些结果证实了戊二醛交联瓣膜的生物毒性和钙化，与临床结果一致[1]。

3.5.2 免疫应答评估

通过CD3（T细胞标志物）、CD68（巨噬细胞标志物）、iNOS（M1表型标志物）和CD163（M2表型标志物）免疫荧光染色鉴定浸润的免疫细胞。总体而言，所有样品均表现出一定的免疫应答。

移植后T细胞和巨噬细胞的浸润结果如图6（c）所示。总的来说，DHV和DHV‒PEI-C‒RBCM组的巨噬细胞比例均逐渐增加。在7天时，在DHV移植物中观察到较高丰度的T细胞，而DHV‒PEI-C‒RBCM组中巨噬细胞更占优势。到第14天，在DHV‒PEI-C‒RBCM组中观察到巨噬细胞丰度增加，T细胞丰度较低。28天后，在DHV组中观察到大量巨噬细胞以及少量T细胞。由于GLUT-HV的细胞毒性，免疫细胞仅浸润了移植物周围的纤维组织，而未浸润移植物本身。

通过免疫荧光染色鉴定巨噬细胞的M1和M2表型[图6（d）]。植入后7天，在DHV移植物中观察到M1巨噬细胞，而几乎未观察到M2巨噬细胞。植入后14天和28天，M1巨噬细胞数量逐渐减少，M2巨噬细胞数量在植入后14天达到峰值，提示急性炎症消退，重塑过程开始。对于DHV‒PEI-C‒RBCM，急性免疫应答受到抑制，并在7天后发生重塑，显示出其抗炎特性。M1和M2表型未能浸润GLUT-HV移植物。与体外结果一致，这些结果表明DHV‒PEI-C‒RBCM对DHV诱导的免疫应答的适应性更强。

3.6 血流动力学环境下支架的体内性能

3.6.1 体内降解和钙化评估

构建大鼠腹主动脉端对端吻合移植模型，以评估存在动脉血流的情况下移植物性能[21]。图7（a）描述了大鼠腹主动脉移植模型的构建示意图。术后不同时间大体照片表明，随着时间的推移DHV有扩张的趋势，28天后形成动脉瘤。相反，另外两组无明显扩张，移植物保持血管形状。多普勒超声显示所有移植物在28天后仍处于通畅状态；然而，DHV的管腔发生了扩张。此外，在GLUT-HV组中观察到钙化狭窄，导致血流速度增加[图7（b）、附录A中的图S8]。

组织学检查证实了腹主动脉异种移植物和包埋移植物的相似结果[图7（b）、附录A中的图S9至图S12]。为了更精确地表征钙化，我们进行了钙定量。结果表明，钙含量随时间逐渐增加。DHV和DHV‒PEI-C‒RBCM的钙含量相似，但显著低于GLUT-HV组[图7（c）]。

3.6.2 内皮化和重塑

在第7天、14天和28天采集腹主动脉移植标本，以研究内皮化和重塑。移植14天后在DHV‒PEI-C‒RBCM移植物内表面上观察到不连续的CD31+ ECs，而在DHV组中未观察到明显的ECs [图7（d）]。植入28天后，在DHV‒PEI-C‒RBCM上有完整的单层EC，在DHV上也发现了一些EC。对于GLUT-HV组，由于戊二醛的细胞毒性，在所有三个时间点均未在内表面上发现EC。

自体胶原的再生代表了ECM的原位重塑。免疫荧光染色显示，随着时间的推移，DHV和DHV‒PEI-C‒RBCM中的I型胶原水平逐渐升高[图7（e）]，但DHV‒PEI-C‒RBCM的I型胶原水平显著高于DHV，表明DHV‒PEI-C‒RBCM的重塑更好。正如预期，由于戊二醛的细胞毒性，在所有时间点GLUT-HV中均未见细胞浸润和胶原沉积。这些发现表明，DHV‒PEI-C‒RBCM可促进体内内皮化和ECM重塑，突显了其良好的再生效果。

3.6.3 DHV‒PEI-C‒RBCM的免疫调节特性

对CD3（T细胞标志物）、CD68（巨噬细胞标志物）、iNOS（M1表型巨噬细胞标志物）和CD163（M2表型巨噬细胞标志物）进行免疫荧光染色，以识别浸润到腹主动脉移植物中的免疫细胞。图8（a）显示T细胞和巨噬细胞浸润。与包埋结果相似，DHV‒PEI-C‒RBCM中巨噬细胞的丰度在手术后14天增加，在术后28天减少。在第14天，DHV‒PEI-C‒RBCM中巨噬细胞的丰度增加，而几乎未观察到T细胞。28天后，在DHV组中观察到高丰度的巨噬细胞。此外，在该组中还观察到少量T细胞。由于GLUT-HV的细胞毒性，在三个时间点中均无免疫细胞浸润。

通过免疫荧光染色鉴定M1和M2巨噬细胞[图8（b）]。移植后7天，在DHV移植物中观察到M1巨噬细胞，而几乎未检测到M2巨噬细胞。与DHV组相比，7天后，DHV‒PEI-C‒RBCM组的急性免疫应答消失和重塑开始明显更早，突显了其潜在的抗炎特性。与T细胞和巨噬细胞浸润的染色结果相似，M1和M2巨噬细胞均未浸润GLUT-HV移植物。巨噬细胞/T细胞和M1/M2比率的半定量分析表明，DHV‒PEI-C‒RBCM支架显示出更早的巨噬细胞浸润和更强的巨噬细胞向M2表型的极化[图8（c）和（d）]。

4 讨论

TEHV的修复、重塑和再生特性使其成为解决当前人工瓣膜局限性的理想候选材料[22‒23]。在本文中，我们通过在DHV上修饰PEI-C和RBCM，创新性地构建了TEHV，并测定了TEHV的性能。研究发现：①PEI-C层将RBCM固定在DHV表面，提高了DHV的机械性能和抗酶降解能力；②稳定的RBCM包被通过减少血浆蛋白的吸附、减弱PLT的黏附和活化以及防止红细胞沉积，显著改善血液相容性；③DHV‒PEI-C‒RBCM支架促进细胞黏附、增殖和巨噬细胞极化；④DHV‒PEI-C‒RBCM支架调控巨噬细胞向M2表型分化，并促进植入后的内皮化和重塑。

RBCM和dECM都带负电荷，由于排斥作用引起的修饰不稳定带来的挑战使RBCM的实际应用受到限制。受贻贝启发的材料由于其强韧性、湿黏性和自愈性特性，在生物材料表面修饰中得到了广泛的应用[24‒27]。为提高RBCM包被的稳定性，在修饰体系中引入了带正电的PEI-C。带有邻苯二酚基团的PEI-C是一种受贻贝启发的聚合物，可紧密结合在DHV表面，作为中间包被进行更多修饰[27]。邻苯二酚基团对提高RBCM大尺度修饰金属材料的包被稳定性具有重要作用[28]。然而，需要进一步的研究来评估RBCM修饰生物源材料的稳定性。RBCM包被在DHV表面主要通过正负电荷之间的相互作用以及PEI-C的苯醌基团与RBCM上的亲核官能团之间的相互作用实现，例如胺基通过Schiff base反应/Michael加成反应实现[29‒31]。随后对DHV‒PEI-C‒RBCM进行的形态和元素分析，为细胞膜的存在提供了进一步证据，证明了PEI-C具有强大的黏附能力。此外，据报道，邻苯二酚基团修饰可显著增强基质的机械性能[16,32‒33]。主动脉瓣在生理血流动力学条件下暴露于超过100 mmHg（1 mmHg = 0.133kPa）的高压，因此瓣膜替代物的设计需要足够的机械强度[3]。在缺乏足够的机械强度的情况下，瓣膜通常会加速退化，导致移植物功能障碍[34]。尽管戊二醛交联通常用于改善机械性能，但瓣膜的细胞毒性和后续钙化限制了其耐久性。单轴拉伸试验结果表明，PEI-C显著提高了瓣膜的机械性能，这主要是由于PEI-C的邻苯二酚基团与DHV的胺基之间具有较强的共价键[35]。

人工瓣膜的血液相容性是其临床应用的关键。之前的研究采用了多种改良策略来降低血液成分的生物污染，并增强瓣膜的血液相容性[36‒39]。在本文中，我们用RBCM包被对dECM进行修饰，以增强其血液相容性。与其他修饰策略相比，RBCM可以很容易地获得，并且没有细胞器源的膜干扰。静态WCA分析表明，与DHV相比，DHV‒PEI-C‒RBCM的亲水性增加。此外，与血浆蛋白、PRP和全血体外孵育以及体内腹主动脉移植和A-V分流实验证明，DHV‒PEI-C‒RBCM表现出优异的血液相容性。RBCM包被的材料血液相容性增强，可归因于磷脂双层的亲水性磷酸头部和表面糖蛋白的空间位阻效应[12]。细胞膜的抗生物污染性能已经过实验证明。据报道，PLT膜包被的大尺寸修饰可增强血液接触材料的血液相容性并防止血栓形成[40]。DHV‒PEI-C‒RBCM的卓越亲水性使其能够在水性环境中形成弹性水合层，从而增强了其防止生物污染的有效性。据我们所知，本研究首次将RBCM直接整合到DHV表面。我们的研究结果揭示了多种令人鼓舞的临床应用潜力。

宿主免疫应答是生物材料植入后不可避免的过程，在组织微环境重建和原位再生中起着关键作用[41,42]。巨噬细胞对植入的生物材料产生非常快速的免疫应答[43]。先前的研究已经证明，利用纳米颗粒包被的细胞膜靶向巨噬细胞并调节其行为的有效性，展示出用以治疗肺炎的前景[44]。调节巨噬细胞向M2表型分化是一种促进再生和治疗VHD的很有前景的策略。CD47被称为“不要吃我”信号，是一种在RBCM上识别的特异性5-跨膜受体，据报道，它可以防止巨噬细胞吞噬作用发生并调节免疫应答[45‒47]。近期的多项研究表明，带有抗CD47抗体的细胞膜包被纳米颗粒，可促进其细胞摄取和促进巨噬细胞介导的吞噬作用，从而增强纳米颗粒的靶向性[48]。此外，最近一项关于RBCM包被的研究尝试将RBCM直接包被到植入的电极上，展示了优异的生物相容性，减弱了急性免疫反应，并延长了电极的使用寿命[49]。我们使用皮下包埋模型和腹主动脉移植模型评估不同时间点的巨噬细胞和T细胞的浸润情况。有趣的是，我们的发现，DHV‒PEI-C‒RBCM组的浸润巨噬细胞丰度增加，T细胞丰度降低。这一观察结果表明，本研究减轻了T细胞介导的免疫排斥反应[50,51]。不同时间点的巨噬细胞表型分析显示，DHV‒PEI-C‒RBCM中M2巨噬细胞浸润较早，表明抗炎和组织重塑效应更强。这一发现与我们巨噬细胞的体外研究结果一致。总之，PEI-C辅助RBCM包被有效地促进了巨噬细胞向抗炎M2表型的极化，从而促进了内皮化和组织重塑。

内皮化和ECM重塑是原位再生的标志。我们的研究表明，在AFM中，RBCM层的粗糙度显著增加，表明其在增强细胞黏附和增殖方面的潜在作用[52]。此外，用HUVEC在支架表面进行的体外实验证实了RBCM的细胞相容性。我们的腹主动脉移植模型结果表明，与DHV和GLUT-HV相比，DHV‒PEI-C‒RBCM移植物显著提高了内皮化和胶原沉积，表现出适应性降解，并防止了钙化。这些特性可归因于RBCM良好的细胞相容性，促进了EC黏附并将巨噬细胞向M2表型极化，从而促进组织重塑。

总之，我们利用基于DHV的PEI-C介导RBCM包被的修饰策略实现了对dECM的RBCM的稳定修饰，表明TEHV在未来临床应用中的巨大潜力。然而，本研究存在一定的局限性。未来的研究应探讨巨噬细胞促进再内皮化和基质重塑的分子机制，并评估TEHV在大型动物原位HV植入模型中的功能。

5 结论

综上所述，本研究开发了使用PEI-C、在dECM上固定RBCM层并构建一种新型TEHV的新策略。我们的新型TEHV具有良好的机械性能、血液相容性和组织相容性，诱导巨噬细胞向M2表型极化，并促进了移植后的内皮化和适应性ECM重塑，与使用戊二醛交联的生物瓣膜HV相比，提高了耐久性。总体而言，我们的策略在大尺度上对RBCM进行了修饰，克服了机械和生物瓣膜的缺点。

参考文献

原文顺序 | 出版日期 | 本文引用
[1]

Messika-Zeitoun D, Baumgartner H, Burwash IG, Vahanian A, Bax J, Pibarot P, et al. Unmet needs in valvular heart disease. Eur Heart J 2023;44:1862‒73. . 10.1093/eurheartj/ehad121
[2]

Otto CM, Nishimura RA, Bonow RO, Carabello BA, Erwin III JR, Gentile F, et al. 2020 ACC/AHA guideline for the management of patients with valvular heart disease: a report of the American College of Cardiology/American Heart Association Joint Committee on Clinical Practice Guidelines. Circulation 2021;143(5):e72‒e227. . 10.1161/cir.0000000000000923
[3]

Snyder Y, Jana S. Strategies for development of synthetic heart valve tissue engineering scaffolds. Prog Mater Sci 2023;139:101173. . 10.1016/j.pmatsci.2023.101173
[4]

Padalino MA, Castaldi B, Fedrigo M, Gallo M, Zucchetta F, Vida VL, et al. Porcine intestinal submucosa (CorMatrix) for semilunar valve repair in children: a word of caution after midterm results. Semin Thorac Cardiovasc Surg 2016;28 (2):436‒45. . 10.1053/j.semtcvs.2016.04.015
[5]

Hofmann M, Schmiady MO, Burkhardt BE, Dave HH, Hubler M, Kretschmar O, et al. Congenital aortic valve repair using CorMatrix®: a histologic evaluation. Xenotransplantation 2017;24(6):e12341. . 10.1111/xen.12341
[6]

van der Valk DC, Fomina A, Uiterwijk M, Hooijmans CR, Akiva A, Kluin J, et al. Calcification in pulmonary heart valve tissue engineering: a systematic review and meta-analysis of large-animal studies. JACC Basic Transl Sci 2023;8(5):572‒91. . 10.1016/j.jacbts.2022.09.009
[7]

Poulis N, Breitenstein P, Hofstede S, Hoerstrup SP, Emmert MY, Fioretta ES. Multiscale analysis of human tissue engineered matrices for next generation heart valve applications. Acta Biomater 2023;158:101‒14. . 10.3389/fcvm.2022.952178
[8]

Zaidi AH, Nathan M, Emani S, Baird C, Del NP, Gauvreau K, et al. Preliminary experience with porcine intestinal submucosa (CorMatrix) for valve reconstruction in congenital heart disease: histologic evaluation of explanted valves. J Thorac Cardiovasc Surg 2014;148(5):2216‒2225.e1. . 10.1016/j.jtcvs.2014.02.081
[9]

Ye X, Hu X, Wang H, Liu J, Zhao Q. Polyelectrolyte multilayer film on decellularized porcine aortic valve can reduce the adhesion of blood cells without affecting the growth of human circulating progenitor cells. Acta Biomater 2012;8(3):1057‒67. . 10.1016/j.actbio.2011.11.011
[10]

Snyder Y, Jana S. Strategies for development of decellularized heart valve scaffolds for tissue engineering. Biomaterials 2022;288:121675. . 10.1016/j.biomaterials.2022.121675
[11]

Gao J, Yu X, Wang X, He Y, Ding J. Biomaterial-related cell microenvironment in tissue engineering and regenerative medicine. Engineering 2022;13:31‒45. . 10.1016/j.eng.2021.11.025
[12]

He M, Gao K, Zhou L, Jiao Z, Wu M, Cao J, et al. Zwitterionic materials for antifouling membrane surface construction. Acta Biomater 2016;40:142‒52. . 10.1016/j.actbio.2016.03.038
[13]

Nguyen P, Jayasinghe MK, Le AH, Peng B, Le MTN. Advances in drug delivery systems based on red blood cells and their membrane-derived nanoparticles. ACS Nano 2023;17(6):5187‒210. . 10.1021/acsnano.2c11965
[14]

Yin M, Shen J, Pflugfelder GO, Mullen K. A fluorescent core-shell dendritic macromolecule specifically stains the extracellular matrix. J Am Chem Soc 2008;130(25):7806‒7. . 10.1021/ja8022362
[15]

Zhao C, Zhou B. Polyethyleneimine-based drug delivery systems for cancer theranostics. J Funct Biomater 2022;14(1):12. . 10.3390/jfb14010012
[16]

Lee H, Lee Y, Statz AR, Rho J, Park TG, Messersmith PB. Substrate-independent layer-by-layer assembly by using mussel-adhesive-inspired polymers. Adv Mater 2008;20(9):1619‒23. . 10.1002/adma.200702378
[17]

Qiao WH, Liu P, Hu D, Al SM, Zhou XM, Dong NG. Sequential hydrophile and lipophile solubilization as an efficient method for decellularization of porcine aortic valve leaflets: structure, mechanical property and biocompatibility study. J Tissue Eng Regen Med 2018;12(2):e828‒40. . 10.1002/term.2388
[18]

Ma C, Xie Y, Huang X, Zhang L, Julian MD, Zou L, et al. Encapsulation of (‒)-epigallocatechin gallate (EGCG) within phospholipid-based nanovesicles using W/O emulsion‒transfer methods: masking bitterness and delaying release of EGCG. Food Chem 2024;437:137913. . 10.1016/j.foodchem.2023.137913
[19]

Kroll AV, Fang RH, Jiang Y, Zhou J, Wei X, Yu CL, et al. Nanoparticulate delivery of cancer cell membrane elicits multiantigenic antitumor immunity. Adv Mater 2017;29(47):1703969. . 10.1002/adma.201703969
[20]

Zhang Y, Zhang C, Li Y, Zhou L, Dan N, Min J, et al. Evolution of biomimetic ECM scaffolds from decellularized tissue matrix for tissue engineering: a comprehensive review. Int J Biol Macromol 2023;246:125672. . 10.1016/j.ijbiomac.2023.125672
[21]

Wang Z, Lu Y, Qin K, Wu Y, Tian Y, Wang J, et al. Enzyme-functionalized vascular grafts catalyze in-situ release of nitric oxide from exogenous no prodrug. J Control Release 2015;210:179‒88. . 10.1016/j.jconrel.2015.05.283
[22]

Cui Z, Yang B, Li R. Application of biomaterials in cardiac repair and regeneration. Engineering 2016;2(1):141‒8. . 10.1016/j.eng.2016.01.028
[23]

Weisel RD. Tissue engineering to restore cardiac function. Engineering 2022;13:13‒7. . 10.1016/j.eng.2021.06.013
[24]

Zhang C, Wu B, Zhou Y, Zhou F, Liu W, Wang Z. Mussel-inspired hydrogels: from design principles to promising applications. Chem Soc Rev 2020;49(11):3605‒37. . 10.1039/c9cs00849g
[25]

Rising A, Harrington MJ. Biological materials processing: time-tested tricks for sustainable fiber fabrication. Chem Rev 2023;123(5):2155‒99. . 10.1021/acs.chemrev.2c00465
[26]

Taghizadeh A, Taghizadeh M, Yazdi MK, Zarrintaj P, Ramsey JD, Seidi F, et al. Mussel-inspired biomaterials: from chemistry to clinic. Bioeng Transl Med 2022;7(3):e10385. . 10.1002/btm2.10385
[27]

Lee H, Dellatore SM, Miller WM, Messersmith PB. Mussel-inspired surface chemistry for multifunctional coatings. Science 2007;318(5849):426‒30. . 10.1126/science.1147241
[28]

Dong Z, Ke X, Tang S, Wu S, Wu W, Chen X, et al. A stable cell membrane-based coating with antibiofouling and macrophage immunoregulatory properties for implants at the macroscopic level. Chem Mater 2021;33(20):7994‒8006. . 10.1021/acs.chemmater.1c01957
[29]

Lavoie MJ, Ostaszewski BL, Weihofen A, Schlossmacher MG, Selkoe DJ. Dopamine covalently modifies and functionally inactivates parkin. Nat Med 2005;11(11):1214‒21. . 10.1038/nm1314
[30]

Zhang X, Li Z, Yang P, Duan G, Liu X, Gu Z, et al. Polyphenol scaffolds in tissue engineering. Mater Horiz 2021;8(1):145‒67. . 10.1039/d0mh01317j
[31]

Li J, Celiz AD, Yang J, Yang Q, Wamala I, Whyte W, et al. Tough adhesives for diverse wet surfaces. Science 2017;357(6349):378‒81. . 10.1126/science.aah6362
[32]

Podsiadlo P, Liu Z, Paterson D, Messersmith PB, Kotov NA. Fusion of seashell nacre and marine bioadhesive analogs: high-strength nanocompoisite by layer-by-layer assembly of clay and L-3,4-dihydroxyphenylaianine polymer. Adv Mater 2007;19(7):949‒55. . 10.1002/adma.200602706
[33]

Pan L, Li H, Hu T, Wen S, Zhou Y, Jiang L, et al. Design and assembly of chain-oriented-crystalline multilayered composite with largely improved mechanical strength. Compos Sci Technol 2023;238: 110031. . 10.1016/j.compscitech.2023.110031
[34]

Yang Y, Wang K, Gu X, Leong KW. Biophysical regulation of cell behavior-cross talk between substrate stiffness and nanotopography. Engineering 2017;3(1):36‒54. . 10.1016/j.eng.2017.01.014
[35]

Zhou Y, Yan G, Wen S, Yim WY, Wang Z, Chen X, et al. Nitric oxide generation and endothelial progenitor cells recruitment for improving hemocompatibility and accelerating endothelialization of tissue engineering heart valve. Adv Funct Mater 2023;33(9):2211267. . 10.1002/adfm.202211267
[36]

Hu M, Shi S, Peng X, Pu X, Yu X. A synergistic strategy of dual-crosslinking and loading intelligent nanogels for enhancing anti-coagulation, pro-endothelialization and anti-calcification properties in bioprosthetic heart valves. Acta Biomater 2023;171:466‒81. . 10.1016/j.actbio.2023.09.045
[37]

Lancellotti P, Aqil A, Musumeci L, Jacques N, Ditkowski B, Debuisson M, et al. Bioactive surface coating for preventing mechanical heart valve thrombosis. J Thromb Haemost 2023;21(9):2485‒98. . 10.1016/j.jtha.2023.05.004
[38]

Huang X, Zheng C, Ding K, Zhang S, Lei Y, Wei Q, et al. Dual-crosslinked bioprosthetic heart valves prepared by glutaraldehyde crosslinked pericardium and poly-2-hydroxyethyl methacrylate exhibited improved antithrombogenicity and anticalcification properties. Acta Biomater 2022;154:244‒58. . 10.1016/j.actbio.2022.10.036
[39]

Hu M, Peng X, Shi S, Wan C, Cheng C, Yu X. Dialdehyde xanthan gum and curcumin synergistically crosslinked bioprosthetic valve leaflets with anti-thrombotic, anti-inflammatory and anti-calcification properties. Carbohydr Polym 2023;310:120724. . 10.1016/j.carbpol.2023.120724
[40]

Zhou Z, Luo R, Chen L, Hu C, Chen C, Maitz MF, et al. Dressing blood-contacting devices with platelet membrane enables large-scale multifunctional biointerfacing. Matter 2022;5(7):2334‒51. . 10.1016/j.matt.2022.05.018
[41]

Franz S, Rammelt S, Scharnweber D, Simon JC. Immune responses to implants—a review of the implications for the design of immunomodulatory biomaterials. Biomaterials 2011;32(28):6692‒709. . 10.1016/j.biomaterials.2011.05.078
[42]

Zhao Y, Wang Y, Gong J, Yang L, Niu C, Ni X, et al. Chitosan degradation products facilitate peripheral nerve regeneration by improving macrophage-constructed microenvironments. Biomaterials 2017;134:64‒77. . 10.1016/j.biomaterials.2017.02.026
[43]

Anderson JM, Rodriguez A, Chang DT. Foreign body reaction to biomaterials. Semin Immunol 2008;20(2):86‒100. . 10.1016/j.smim.2007.11.004
[44]

Li Y, Liu X, Cui Z, Zheng Y, Jiang H, Zhang Y, et al. Inflammation and microbiota regulation potentiate pneumonia therapy by biomimetic bacteria and macrophage membrane nanosystem. Research 2023;6:0096. . 10.34133/research.0096
[45]

Matozaki T, Murata Y, Okazawa H, Ohnishi H. Functions and molecular mechanisms of the CD47‒SIRPα signalling pathway. Trends Cell Biol 2009;19(2):72‒80. . 10.1016/j.tcb.2008.12.001
[46]

Liu Y, Wang Y, Yang Y, Weng L, Wu Q, Zhang J, et al. Emerging phagocytosis checkpoints in cancer immunotherapy. Signal Transduct Target Ther 2023;8(1):104. . 10.1038/s41392-023-01365-z
[47]

Oldenborg PA, Zheleznyak A, Fang YF, Lagenaur CF, Gresham HD, Lindberg FP. Role of CD47 as a marker of self on red blood cells. Science 2000;288(5473):2051‒4. . 10.1126/science.288.5473.2051
[48]

Chen L, Zhou Z, Hu C, Maitz MF, Yang L, Luo R, et al. Platelet membrane-coated nanocarriers targeting plaques to deliver anti-CD47 antibody for atherosclerotic therapy. Research 2022;2022:9845459. . 10.34133/2022/9845459
[49]

Wang B, Yang P, Ding Y, Qi H, Gao Q, Zhang C. Improvement of the biocompatibility and potential stability of chronically implanted electrodes incorporating coating cell membranes. ACS Appl Mater Interfaces 2019;11(9):8807‒17. . 10.1021/acsami.8b20542
[50]

Chung L, Maestas Jr DJ, Housseau F, Elisseeff JH. Key players in the immune response to biomaterial scaffolds for regenerative medicine. Adv Drug Deliv Rev 2017;114:184‒92. . 10.1016/j.addr.2017.07.006
[51]

Mariani E, Lisignoli G, Borzi RM, Pulsatelli L. Biomaterials: foreign bodies or tuners for the immune response? Int J Mol Sci 2019;20(3):636. . 10.3390/ijms20030636
[52]

Chen H, Huang X, Zhang M, Damanik F, Baker MB, Leferink A, et al. Tailoring surface nanoroughness of electrospun scaffolds for skeletal tissue engineering. Acta Biomater 2017;59:82‒93. . 10.1016/j.actbio.2017.07.003
AI Summary AI Mindmap
PDF (34705KB)

4856

访问

0

被引

详细
导航
相关文章

AI思维导图

/

〈 〉