基于分级磁性微针阵列机器人的可控组织切割技术

张筱萱 ,  陈涵旭 ,  宋太宇 ,  王经琳 ,  赵远锦

工程（英文） ›› 2024, Vol. 42 ›› Issue (11) : 175 -183.

PDF (12904KB)
工程（英文） ›› 2024, Vol. 42 ›› Issue (11) : 175 -183. DOI: 10.1016/j.eng.2024.05.004
研究论文

基于分级磁性微针阵列机器人的可控组织切割技术

作者信息 +

Controllable Histotomy Based on Hierarchical Magnetic Microneedle Array Robots

Author information +
文章历史 +
PDF (13212K)

摘要

在生物医学领域，患者来源的原代组织研究具有重要意义，然而当前的组织切片与培养技术仍难以完全满足临床需求。本文提出了一种基于分级磁性微针阵列机器人的可控组织切割策略，用于精准加工原代组织，并构建所需的高通量“组织芯片”系统。该组织切割通过三维打印的榫卯结构切割装置与加载磁性颗粒的宝塔状微针阵列支架协同完成。得益于微针的多层结构，组织标本可通过机械嵌合方式固定于微针支架上，从而有效防止切割过程中组织的滑移。此外，微针碎片中包封的磁性材料使得切割后的组织片段具备磁响应性，能够作为生物混合微型机器人，在外加磁场作用下实现可控分离、运输与动态培养。利用本策略，我们成功实现了原代胰腺癌组织的微型切割，并将其在多层微流控芯片中培养，开展高效的高通量药物筛选实验，展现出本技术在临床应用中的广阔前景。

Abstract

Investigation of patient-derived primary tissues is of great importance in the biomedical field, but recent tissue slicing and cultivation techniques still have difficulties in satisfying clinical requirements. Here, we propose a controllable histotomy strategy that utilizes hierarchical magnetic microneedle array robots to tailor primary tissues and establish the desired high-throughput tissue-on-a-chip. This histotomy is performed using a three-dimensional printed, mortise-tenon-structured slicing device coupled with a magnetic-particle-loaded and pagoda-shaped microneedle array scaffold. Due to the multilayered structure of these microneedles, tissue specimens can be fixed onto the microneedle scaffold via mechanical interlocking, thereby effectively avoiding tissue slipping during the slicing process. Owing to the encapsulation of magnetic microneedle fragments, these tissue pieces can act as magnetically responsive biohybrid microrobots and can be easily manipulated by magnetic fields, facilitating their separation, transportation, and dynamic culture. Using this strategy, we demonstrate that primary pancreatic cancer tissues can be tailored into tiny pieces and cultured in multilayered microfluidic chips for efficient high-throughput drug screening, indicating the promising future of this technique’s application in clinical settings.

关键词

组织切割 / 药物筛选 / 微针 / 微型机器人 / 肿瘤芯片 / 高通量

Key words

Histotomy / Drug screening / Microneedle / Microrobot / Tumor-on-a-chip / High throughput

引用本文

引用格式 ▾
张筱萱,陈涵旭,宋太宇,王经琳,赵远锦. 基于分级磁性微针阵列机器人的可控组织切割技术[J]. 工程（英文）, 2024, 42(11): 175-183 DOI:10.1016/j.eng.2024.05.004

登录浏览全文

4963

注册一个新账户 忘记密码

患者来源的原代组织体外培养在精准诊断、个性化用药、个体化治疗以及组织工程等领域具有重要价值[1‒3]。患者来源的原代肿瘤组织培养被认为是反映患者实际病情最便捷、最具指导性且最可靠的方法之一，因为其保留了与患者组织相似的生物学特征，且对培养条件的要求相对宽松[4‒6]。因此，为实现肿瘤治疗与预后评估，从原代肿瘤组织构建“肿瘤芯片”以开展高通量药物筛选，已成为研究热点[7‒10]。当前，患者来源原代组织的提取与培养通常包括获取临床组织样本、手工切割成小于立方毫米级的不规则小块，并置于培养基中进行体外培养[11]。尽管该方法已被广泛应用，但在组织切割环节仍存在诸多不足，主要体现在：手工切割难以实现高精度，依赖操作经验；切割后的组织块形态随机、不规则，难以实现标准化；同时，由于组织块体积微小，后续分离与操控存在困难。因此，开发新型临床组织切割与培养策略势在必行。
为此，本文提出了一种基于分级磁性微针阵列机器人的可控组织切割技术，用于精准切割原代组织并构建高通量“组织芯片”平台，如图1所示。该切割系统采用三维打印的榫卯结构装置，核心部件为加载磁性颗粒的宝塔状微针支架。该微针支架能够穿刺肿瘤组织，并通过机械嵌合实现组织的可靠固定，有效防止在切割过程中发生组织滑移。当微针支架与穿刺组织组装入切割装置后，可将组织加工为适用于体外培养的微小组织块。由于微针碎片中包封有磁性颗粒，切割后的组织片段可对磁场产生响应，实现移动、旋转与拉伸等功能，作为生物混合微型机器人进行后续的分离、运输与动态培养。基于上述功能，本文进一步开展了小鼠来源胰腺癌组织的微组织操作，开发了多层微流控芯片系统，构建了“肿瘤芯片”平台，并用于高效高通量药物筛选实验。结果表明，该新型生物医学技术在临床应用中具有广阔的前景与重要的实际价值。

2 材料与方法

2.1 材料

Ecoflex® 00-30购自Smooth-On（美国）。聚乙二醇二丙烯酸酯[PEGDA；平均分子量（M n） ≈ 700]、聚乙二醇（PEG; M n = 200）、2-羟基-2-甲基苯基丙酮（HMPP；纯度97%）、二甲基亚砜（DMSO）和3-(4,5-二甲基-2-噻唑基)-2,5-二苯基-2-H-四唑溴化物（MTT）购自Sigma-Aldrich（美国）。钕铁硼（NdFeB）磁性粒子[LW-BA(16-7A)-2000]购自广州新诺德传动部件有限公司。聚二甲基硅氧烷（PDMS; Sylgard 184）购自Dow（美国）。RPMI-1640培养基、杜氏改良的Eagle培养基（DMEM）、胎牛血清（FBS）和青霉素-链霉素（PS）购自Gibco（美国）。Matrigel购自Corning（美国）。钙黄绿素-AM和碘化丙啶（PI）由Invitrogen（美国）提供。用于人胰腺癌衍生细胞的完整培养基购自武汉普诺赛生命科技有限公司。抗肿瘤药物5-氟尿嘧啶（5-FU）、奥沙利铂（Oxa）、吉西他滨（Gem）和紫杉醇（Pac）由南京鼓楼医院提供。磷酸盐缓冲液（PBS）、组织学染色试剂盒和免疫组织化学抗体（MUC1、EGFR和Ki67）由武汉赛维尔生物科技有限公司提供。所有实验用水均为去离子水（dH2O），通过超纯水系统（Milli-Q Plus 185; Millipore，美国）净化，电阻率超过 18.2 MΩ∙cm。所有试剂均为最高品质，未做任何处理即使用。

2.2 细胞与动物

NCI-H1975细胞系（人非小细胞肺癌）由中科院上海细胞库提供。细胞在37 ℃、5% CO2的条件下培养，培养基为89%（V/V）RPMI-1640、10%（V/V）FBS和1%（V/V）PS。FG胰腺癌细胞系由南京鼓楼医院提供，培养条件为37 ℃、5% CO2，培养基为89%（V/V）DMEM、10%（V/V）FBS和1%（V/V）PS。十二只雄性Balb/c裸鼠（6~8周龄，体重为20~25 g）购自南京大学模型动物研究中心，饲养在无特定病原（SPF）环境中，所有操作均严格按照《北京市实验动物管理条例》执行，并获得南京鼓楼医院动物伦理委员会批准（批准号：2020AE01054）。

2.3 磁性微针支架的制备

使用三维（3D）打印机（nanoArch S140；重庆摩方精密科技股份有限公司）打印了一个有序微针阵列的3D模具。将Ecoflex硅橡胶的A部分与B部分混合，去气后倒入3D打印模具中，在室温下完全固化6 h。然后，利用乙醇作为润滑剂将固化的Ecoflex硅橡胶拉伸，并完整地从3D打印模具中脱模，获得阴模。磁性微针支架由磁性微针阵列和非磁性基材组成。首先，将50%（V/V）PEGDA、20%（V/V）PEG、1%（V/V）HMPP和100 mg∙mL-1的NdFeB粒子混合的预聚物加入阴模表面，真空处理5 min以填充模具腔体。去除多余的溶液后，再次加入不含NdFeB粒子的相同配方的预聚物，填充模板的其他部分。然后，使用紫外（UV）辐射固化2 min，以同时固化两种预聚物。最后，拉伸阴模，利用去离子水作为润滑剂，去除模板并完成微针支架的制备。

2.4 微切割装置进行组织切片的操作

为了准备微切割装置，首先3D打印了一个盖板、一个包含平行槽的外壳和一个支架。微切割装置由这些3D打印模块与外科手术刀片和磁性微针承载架组装而成。在切片过程中，微针支架被压在组织上，将组织固定在微针尖端。然后，将支架放置在承载架上并插入外壳内。将盖板安装在最上层的槽中，支架通过承载架抬起与盖板接触。外科手术刀片从底部槽滑入，切割组织及微针。由于相邻槽的间距被设置为0.5 mm，每次上移都会切割出薄薄的组织切片。然后，通过外部磁铁帮助收集切片。该上下切割循环重复进行，直到完成切片。最终，使用手术刀修整切片，获得尺寸小于1.0 mm × 1.0 mm × 0.5 mm（长×宽×厚）的组织块。

2.5 磁性控制生物混合微型机器人

磁性微针支架通过脉冲磁化仪（J302，南京金狼电气有限公司）进行磁化，预先对支架赋予极性并增强磁性。将磁力搅拌器（MS-H280-Pro，大龙兴创实验仪器有限公司）与圆柱形永磁体（直径为6 cm，高1 cm，磁场强度为4000 GS）结合，控制生物混合机器人。所有实验均在PBS或培养基中进行。

2.6 微流控芯片的构建

微流控芯片通过逐层模板复制和封装过程构建。每层PDMS [含10%（V/V）固化剂]倒入聚甲基丙烯酸甲酯（PMMA）模板中，在70 ℃下固化4 h。随后，将PDMS层从模板中脱离并用氧等离子体处理10 min，以促进层间黏合。将叠加的PDMS层使用夹具在真空中黏合1 h，以确保严密封闭，去除夹具后得到微流控芯片。该微流控芯片包含四个输入口、六十个反应室（按四个一组分组）和十五个输出口，从而可进行十五种不同的实验药物组合。组合方式计算如下：

单药组合： C 4 1 = 4

双药组合： C 4 2 = 6

三药组合： C 4 3 = 4

四药组合： C 4 4 = 1

2.7 微流控组织培养

为了培养组织，首先使用上节中的方法将除盖板之外的其他6层黏合在一起，然后将新鲜切取的小鼠胰腺肿瘤组织切成小块。通过磁铁和刮板的辅助，将组织块小心地放置到微流控芯片的反应室中。刮板被用来将组织块从一端推动到另一端，磁铁则将它们吸附到反应室的底部。所有组织块放置好后，使用等离子体处理盖板，将其按压在微流控芯片上，并在培养过程中使用重铁块保持压力。然后，将含有完整培养基的溶液通过芯片的四个输入口注入以培养组织。培养三天后，组织块用钙黄绿素-AM（活细胞标记）和PI（死细胞标记）进行染色。使用扫描电子显微镜（SEM）、苏木精-伊红（H&E）染色和免疫组织化学染色分析组织块，以评估细胞活性和分子标志物。

2.8 通过器官芯片筛选药物

本文测试的四种化疗药物为5-FU、Oxa、Gem和Pac。将每种药物溶解在完整的胰腺癌衍生细胞培养基中，最终浓度为0.5 µmol∙L-1。药物工作溶液通过蠕动泵（Longer，美国）以1 mL∙h-1的速度注入微流控芯片的相应输入口。药物通过单独使用及组合使用进行测试，形成15个不同的组合：5-FU，Oxa，Gem，Pac，5-FU + Oxa，5-FU + Gem，5-FU + Pac，Oxa + Gem，Oxa + Pac，Gem + Pac，5-FU + Oxa + Gem，5-FU + Oxa + Pac，5-FU + Gem + Pac，Oxa + Gem + Pac，5-FU + Oxa + Gem + Pac。对照组（0组）不进行任何药物处理。培养三天后，组织块通过钙黄绿素-AM和PI进行染色，以评估活细胞和死细胞的比例。通过ImageJ软件分析荧光显微镜图像，计算各组的活/死细胞比值。

3 结果与讨论

在典型实验中，我们制备了一个复制自三维打印模具拓扑结构的微针支架。具体方法为将包含宝塔状微针结构的三维打印模具浸入Ecoflex硅橡胶中，并在室温下固化（附录A中图S1）。值得指出的是，固化后的Ecoflex硅橡胶具有高弹性与柔韧性[12‒14]，其伸长率可超过原始长度的275%（附录A中图S2）。通过拉伸已固化的Ecoflex材料，可以整体剥离三维打印模具，获得一个阴模。随后向阴模中注入预聚物，经过紫外光照固化，并通过再次拉伸将模板移除，即可获得微针支架。该支架进一步经过磁化处理，实现磁极性能[图2（a）]。所得微针支架完整继承了原始三维打印模具的宝塔结构，表明在整个复制过程中结构保持良好[图2（b）~（d）]。所制微针共由六个层级构成，总长度约为1400 μm，确保其足以完全穿透组织样本。测量结果显示，每一层的高度与底部直径分别集中在230 μm与188 μm左右（附录A中图S3）。此外，微针的尖端通过SEM进行了表征，如图2（e）所示。

微针尖端的磁响应性能主要来源于其内部封装的磁性微粒（粒径约为5 µm），如图2（f）与（g）中的能量色散X射线谱元素分布图所示。这些磁性颗粒在磁化后可获得固定的磁极性[15‒19]。值得注意的是，磁性颗粒的浓度会影响微针的固化时间与磁响应能力。具体而言，随着颗粒浓度的增加，微针预聚物的固化时间延长，表明固化过程变得更加困难[附录A中图S4（a）]。相反，微针与外部磁场之间的最大作用距离随颗粒浓度增加而增加，说明磁响应增强，但当浓度超过100 mg∙mL-1后，该增强趋势趋于饱和[附录A中图S4（b）]。综合考虑固化效率与磁响应能力，后续实验中选用了100 mg∙mL-1的磁性颗粒浓度。此外，组织穿刺行为亦会影响磁响应能力。为验证这一点，我们使用琼脂糖块模拟组织环境，并以微针进行穿刺实验。实验表明，在穿刺琼脂糖块的情况下，微针的最大响应距离减小，整体磁吸力减弱，主要原因在于组织穿刺后增加的质量对磁性响应产生了压制作用（附录A中图S5）。基于该原理，加载组织与未加载组织的微针可通过调节外部磁场强度进行有效分离。

我们进一步评估了微针支架对肿瘤组织的穿透能力。将小鼠肿瘤组织取出，并手动压于微针支架上10 min。SEM图像俯视图显示，微针在组织中留下了约200 µm宽的穿孔[附录A中图S6（a）]。此外，H&E染色图像的组织切面显示，微针可深入组织形成锥形通道[附录A中图S6（b）]。宝塔状多层微针结构还增强了组织的固定与附着能力[20‒22]。为量化此性能，我们实时测量了从组织中拔出微针支架的力值。结果显示，多层结构微针支架的最大拔出力是光滑表面微针支架的4.66倍（附录A中图S7）。此外，机械嵌合效应还延长了微针支架与组织的连接时间，这也反映在传感器记录的受力时间上。

为构建组织切割装置，我们将微针支架与三维打印的盖板、手术刀片、微针支架承载架以及间隔为0.5 mm的三维打印外壳装配成完整系统[图3（a）]。该装置各组件及其整体结构的表征见图3（c）及附录A中图S8。具体操作流程如下：首先，将磁性微针支架压入组织中以实现固定，随后安装于承载架，并放入外壳中，当盖板沿最上层凹槽滑动后，承载架带动微针支架上升至接触盖板位置[图3（b）和（d）]；其次，将手术刀片插入下方凹槽，对微针支架及其固定的组织进行切割；再次，携带剩余微针支架的承载架向下移动，被切下的组织块连同微针碎片一并在外部磁场作用下实现转移与收集，此“上升-切割-下降”的循环过程可反复进行，直到组织全部完成切割，通过手术刀对组织块进一步修整后，可获得尺寸小于1 mm × 1 mm × 0.5 mm（长×宽×厚）的均一组织块，满足原代组织体外培养的临床标准[图3（f）~（h）]。值得一提的是，H&E染色结果显示，微针碎片被嵌入组织块中并完全包裹于组织之内[图3（e）]。

受益于所嵌入的磁性微针碎片，组织块获得了磁响应能力，表现为磁控生物混合微型机器人（biohybrid microrobots）。这些生物混合微型机器人可在外加磁场作用下实现操控，如附录A中视频S1所示。具体而言，在固定方向与恒定强度的磁场作用下，生物混合微型机器人可实现从一端向另一端的定向移动[图4（a）]。此外，在旋转磁场作用下，机器人可沿圆形轨迹进行旋转运动[图4（b）]。更进一步，多个生物混合微型机器人可以在同一旋转磁场中被同时驱动，且各自沿独立路径运动，类似于同步运行的卫星[图4（c）]。在生物相容性方面，我们还对磁性微针支架材料与磁性颗粒的细胞相容性进行了评估。结果显示，当肿瘤细胞与磁性微针支架共培养时，细胞在其存在下仍表现出良好的黏附与增殖能力，说明其具备良好的细胞相容性，为后续原代组织的培养奠定了基础（图S9）。

高通量微流控技术已广泛应用于多种生物医学研究领域[23‒30]。其中一个典型代表是“芯片器官”在药物筛选中的应用。前述的生物混合微型机器人可借助磁铁与刮板便捷地填充入微流控芯片的各个反应室中，如图4（d）所示。具体操作流程为：刮板在微流控芯片表面移动，将组织块从一端推送至另一端[图4（e）]。该步骤的必要性在于刮板可清除错位组织块，并确保每个反应室仅包含一个组织块。同时，芯片下方设置磁铁，以将组织块吸附于反应室底部。在移除刮板和磁铁后，对少量未准确定位的组织块可通过镊子进行人工调整。通过该方法，所有组织块可被整齐有序地填入芯片的所有反应室中。

为实现抗肿瘤药物的高效筛选，我们设计了一种具有四个药液入口的微流控芯片，可同时监测15种不同的药物组合（附录A中图S10）。针对每一种药物组合，设计了四个平行反应反应室以及一个共用的代谢产物出口。为实现复杂的液体输送与混合，芯片的流体通道结构被分为五个层级，自上而下分别为：反应室出口层、反应室层、反应室入口层、主流通道层，以及用于避让交叉的旁路层（附录A中图S11）。值得指出的是，该设计采用“下进上出”的液体流动模式，有助于液体充分进入反应室；此外，等长路径的结构也有利于多路液体的均匀混合。为验证这一原理，我们进行了数值模拟（附录A中图S12）。结果表明，液体自底部进入反应室后，流速明显下降，从而实现温和填充；而在靠近顶部出口处，流速增加以便快速排出。此外，在所有流体交汇点（包括两路并行交汇、两路矩形交叉、三路矩形交叉等）中，沿等长路径行进的液体均可实现良好混合。

5-FU、Oxa、Gem和Pac是临床常用的抗肿瘤药物。近年来，以FOLFIRINOX为代表的联合化疗方案在治疗如胰腺癌等恶性肿瘤方面已被证实具有良好疗效[31-33]。因此，在概念验证实验中，我们利用切割后的小鼠来源胰腺肿瘤组织片段与微流控芯片，评估上述四种药物及其不同组合的治疗效果。实验中，微流控芯片覆盖透明盖板，四种药物溶液分别从四个入口注入芯片，如图5（a）和（b）所示。形成的十五种药物组合分别为：5-FU（组1），Oxa（组2），Gem（组3），Pac（组4），5-FU + Oxa（组5），5-FU + Gem（组6），5-FU + Pac（组7），Oxa + Gem（组8），Oxa + Pac（组9），Gem + Pac（组10），5-FU + Oxa + Gem（组11），5-FU + Oxa + Pac（组12），5-FU + Gem + Pac（组13），Oxa + Gem + Pac（组14）和5-FU + Oxa + Gem + Pac（组15）。未接受任何药物处理的肿瘤组织片段设为对照组（组0）。

值得注意的是，为证明细胞死亡主要源于药物作用而非切片处理，且芯片内培养过程未显著改变细胞生理状态，我们在芯片中仅注入完全培养基，并对肿瘤组织块进行为期三天的培养。随后采用钙黄绿素-AM与PI进行活细胞死细胞双重染色，其中活细胞呈绿色，死细胞呈红色。从荧光图像可见，大面积绿色信号与极少红色区域表明，在无药物干预的情况下，组织块中细胞状态良好[图5（c）]。此外，通过SEM观察，肿瘤组织中的癌细胞仍保留典型的不规则堆叠状态，细胞彼此紧密挤压[图5（e）]；H&E染色图像显示出细胞核深染、核质比失衡等恶性特征，说明组织块仍具肿瘤属性[图5（d）]。进一步的免疫组织化学染色结果显示，胰腺癌标志物MUC1、细胞生长因子受体EGFR，以及增殖标志物Ki67均在组织中大量表达，提示组织块在芯片培养期间仍保持其功能性与高度活性[图5（f）和附录A中图S13]。

相比之下，当组织块接受任一化疗药物处理后，荧光图像中红色区域显著增加，表明细胞死亡范围大幅扩展[图5（g）~（l）]。其中，四药联合处理所引起的细胞凋亡最为显著。为了进行量化分析，我们计算了各组组织中绿色（活细胞）与红色（死细胞）信号面积的比值，并绘制柱状图[图5（m）]。对照组（组0）的活死比值为9.77 ± 2.19，而所有药物处理组的比值均显著下降至1.5以下。其中，四药联合组（组15）活死比最低，仅为0.78 ± 0.13。上述结果表明，多药联合治疗的抗肿瘤效果优于单药治疗。临床研究亦支持此结论，例如，Gem + Pac [34]或Gem + Oxa [35]联合治疗在胰腺癌中显示出更强疗效。此外，不同的Oxa、5-FU、Gem与Pac组合在多项研究中均展现出良好的临床前效果[36‒37]。我们的结果与已有文献高度一致，进一步证实本研究提出的组织切片与培养策略有望用于临床诊断及药效预测。

4 结论

综上所述，我们开发了一种基于磁性生物混合微型机器人的组织切片与培养技术，能够用于构建原位肿瘤芯片（tumor-on-a-chip）平台。该技术核心为一种基于榫卯结构的三维打印组织切割装置，包含外壳、盖板、承载架、手术刀片及磁性微针支架。通过将磁性颗粒负载于宝塔状微针结构中，该装置不仅能够利用机械锁合方式稳定固定组织，防止切片过程中滑动，还可赋予组织块磁响应能力，从而转化为可控的生物混合微型机器人。具体操作中，肿瘤组织首先被压接在微针支架上，随后组装进切割装置中。支架每次向上移动接触滑盖后，由外插手术刀片沿设定间距（约0.5 mm）进行切割，从而得到组织薄片。若进一步使用手术刀修整，可获得小于1 mm × 1 mm × 0.5 mm的组织块，其厚度下限由手术刀背厚度（约0.2 mm）决定。所得组织块可在磁场引导下进行操作、分离与培养，极大地提升了后续处理的效率与可控性。在概念验证中，我们使用小鼠胰腺癌组织构建了高通量芯片平台，并进行了常见临床药物的药效评价，结果证实该技术在精准肿瘤医学中的应用潜力。

未来工作中，我们将进一步提升该技术的自动化水平，特别是在切片厚度控制与组织块三维定位方面。具体措施包括在每次切片循环后，将剩余微针支架替换为网格状刀架，实现组织块的横向切割，并通过改变网格尺寸控制切割尺寸。此外，可在芯片底部布设微型电磁线圈阵列，并配合“抓娃娃”式机械臂与程序控制，实现组织块的自动化精确定位与排错。当前装置仅为几厘米大小，未来可进行尺寸扩展以提升通量。我们还利用本平台对临床使用的胰腺癌药物进行了测试，未来该平台更适用于筛选新型靶向药物与基因疗法。更进一步，该技术亦可拓展至其他原代组织（如皮肤、睾丸、肝脏、肾脏等）的长期培养与动态观察中，具有广泛的临床应用前景。

参考文献

原文顺序 | 出版日期 | 本文引用
[1]

Vunjak-Novakovic G, Ronaldson-Bouchard K, Radisic M. Organs-on-a-chip models for biological research. Cell 2021;184(18):4597‒611. . 10.1016/j.cell.2021.08.005
[2]

Ding SL, Zhao XY, Xiong W, Ji LF, Jia MX, Liu YY, et al. Cartilage lacuna-inspired microcarriers drive hyaline neocartilage regeneration. Adv Mater 2023;35(30):2212114. . 10.1002/adma.202370216
[3]

Wang Z, Wang YC, Yan JQ, Zhang KS, Lin F, Xiang L, et al. Pharmaceutical electrospinning and 3D printing scaffold design for bone regeneration. Adv Drug Deliv Rev 2021;174:504‒34. . 10.1016/j.addr.2021.05.007
[4]

Dong M, Bopple K, Thiel J, Winkler B, Liang CG, Schueler J, et al. Perfusion air culture of precision-cut tumor slices: an ex vivo system to evaluate individual drug response under controlled culture conditions. Cells 2023;12(5):807. . 10.3390/cells12050807
[5]

Liu Y, Wang JQ, Xiong QQ, Hornburg D, Tao W, Farokhzad OC. Nano‒bio interactions in cancer: from therapeutics delivery to early detection. Acc Chem Res 2021;54(2):291‒301. . 10.1021/acs.accounts.0c00413
[6]

Nagaraj AS, Bao J, Hemmes A, Machado M, Närhi K, Verschuren EW. Establishment and analysis of tumor slice explants as a prerequisite for diagnostic testing. J Vis Exp 2018;141:e58569. . 10.3791/58569-v
[7]

Park SE, Georgescu A, Huh D. Organoids-on-a-chip. Science 2019;364(6444):960‒5. . 10.1126/science.aaw7894
[8]

Lu SM, Cuzzucoli F, Jiang J, Liang LG, Wang YM, Kong MQ, et al. Development of a biomimetic liver tumor-on-a-chip model based on decellularized liver matrix for toxicity testing. Lab Chip 2018;18(22):3379‒92. . 10.1039/c8lc00852c
[9]

Yang Z, Zhou Z, Si T, Zhou Z, Zhou L, Chin YR, et al. High throughput confined migration microfluidic device for drug screening. Small 2023;19(16):2207194. . 10.1002/smll.202370102
[10]

Wang YM, Wu D, Wu GH, Wu JG, Lu SM, Lo J, et al. Metastasis-on-a-chip mimicking the progression of kidney cancer in the liver for predicting treatment efficacy. Theranostics 2020;10(1):300‒11. . 10.7150/thno.38736
[11]

Braun R, Lapshyna O, Eckelmann S, Honselmann K, Bolm L, ten Winkel M, et al. Organotypic slice cultures as preclinical models of tumor microenvironment in primary pancreatic cancer and metastasis. J Vis Exp 2021;172(172):e62541. . 10.3791/62541
[12]

Yu YR, Guo JH, Sun LY, Zhang XX, Zhao YJ. Microfluidic generation of microsprings with ionic liquid encapsulation for flexible electronics. Research 2019;2019:6906275. . 10.34133/2019/6906275
[13]

Yuk H, Zhang T, Parada GA, Liu XY, Zhao XH. Skin-inspired hydrogel-elastomer hybrids with robust interfaces and functional microstructures. Nat Commun 2016;7(1):12028. . 10.1038/ncomms12028
[14]

Yuan JF, Zhang YZ, Li GZ, Liu SQ, Zhu R. Printable and stretchable conductive elastomers for monitoring dynamic strain with high fidelity. Adv Funct Mater 2022;32(34):2204878. . 10.1002/adfm.202204878
[15]

Kim Y, Genevriere E, Harker P, Choe J, Balicki M, Regenhardt RW, et al. Telerobotic neurovascular interventions with magnetic manipulation. Sci Robot 2022;7(65):eabg9907. . 10.1126/scirobotics.abg9907
[16]

Zhang XX, Chen GP, Fu X, Wang YT, Zhao YJ. Magneto-responsive microneedle robots for intestinal macromolecule delivery. Adv Mater 2021;33(44):2104932. . 10.1002/adma.202104932
[17]

Zhang YY, Huang ZD, Cai ZR, Ye YQ, Li Z, Qin FF, et al. Magnetic-actuated “capillary container” for versatile three-dimensional fluid interface manipulation. Sci Adv 2021;7(34):eabi7498. . 10.1126/sciadv.abi7498
[18]

Kim Y, Parada GA, Liu SD, Zhao XH. Ferromagnetic soft continuum robots. Sci Robot 2019;4(33):eaax7329. . 10.1126/scirobotics.aax7329
[19]

Zhang XX, Chen GP, Cai LJ, Fan L, Zhao YJ. Dip-printed microneedle motors for oral macromolecule delivery. Research 2022;2022:9797482. . 10.34133/2022/9797482
[20]

Zhang XX, Chen GP, Wang YT, Fan L, Zhao YJ. Arrowhead composite microneedle patches with anisotropic surface adhesion for preventing intrauterine adhesions. Adv Sci 2022;9(12):2104883. . 10.1002/advs.202104883
[21]

Wang JX, Lu ZY, Cai RS, Zheng HQ, Yu JC, Zhang YQ, et al. Microneedle-based transdermal detection and sensing devices. Lab Chip 2023;23(5):869‒87. . 10.1039/d2lc00790h
[22]

Zhang XX, Chen GP, Cai LJ, Wang YT, Sun LY, Zhao YJ. Bioinspired pagoda-like microneedle patches with strong fixation and hemostasis capabilities. Chem Eng J 2021;414:128905. . 10.1016/j.cej.2021.128905
[23]

Valverde MG, Mille LS, Figler KP, Cervantes E, Li VY, Bonventre JV, et al. Biomimetic models of the glomerulus. Nat Rev Nephrol 2022;18(4):241‒57. . 10.1038/s41581-021-00528-x
[24]

Shastri A, McGregor LM, Liu Y, Harris V, Nan HQ, Mujica M, et al. An aptamer-functionalized chemomechanically modulated biomolecule catch-and-release system. Nat Chem 2015;7(5):447‒54. . 10.1038/nchem.2203
[25]

Thorsen T, Maerkl SJ, Quake SR. Microfluidic large-scale integration. Science 2002;298(5593):580‒4. . 10.1126/science.1076996
[26]

Aleman J, Kilic T, Mille LS, Shin SR, Zhang YS. Microfluidic integration of regeneratable electrochemical affinity-based biosensors for continual monitoring of organ-on-a-chip devices. Nat Protoc 2021;16(5):2564‒93. . 10.1038/s41596-021-00511-7
[27]

Wu F, Huang Y, Yang X, Hu JJ, Lou XD, Xia F, et al. Tunning intermolecular interaction of peptide-conjugated AlEgen in nano-confined space for quantitative detection of tumor marker secreted from cells. Anal Chem 2021;93(48):16257‒63. . 10.1021/acs.analchem.1c04422
[28]

Kim JJ, Park JY, Nguyen VVT, Bae M, Kim M, Jang J, et al. Pathophysiological reconstruction of a tissue-specific multiple-organ on-a-chip for type 2 diabetes emulation using 3D cell printing. Adv Funct Mater 2023;33(22):2213649. . 10.1002/adfm.202213649
[29]

Zhang LX, Parvin R, Chen MS, Hu DM, Fan QH, Ye FF. High-throughput microfluidic droplets in biomolecular analytical system: a review. Biosens Bioelectron 2023;228:115213. . 10.1016/j.bios.2023.115213
[30]

Spatola Rossi C, Coulon F, Ma S, Zhang YS, Yang Z. Microfluidics for rapid detection of live pathogens. Adv Funct Mater 2023;33(21):2212081. . 10.1002/adfm.202212081
[31]

Ma S, Kim JH, Chen W, Li L, Lee J, Xue J, et al. Cancer cell-specific fluorescent prodrug delivery platforms. Adv Sci 2023;10(16):2207768. . 10.1002/advs.202207768
[32]

Mizrahi JD, Surana R, Valle JW, Shroff RT. Pancreatic cancer. Lancet 2020;395(10242):2008‒20. . 10.1016/s0140-6736(20)30974-0
[33]

Garrido-Laguna I, Hidalgo M. Pancreatic cancer: from state-of-the-art treatments topromisingnovel therapies.NatRevClinOncol 2015;12(6):319‒34. . 10.1038/nrclinonc.2015.53
[34]

Von Hoff DD, Ervin T, Arena FP, Chiorean EG, Infante J, Moore M, et al. Increased survival in pancreatic cancer with nab-paclitaxel plus gemcitabine. N Engl J Med 2013;369(18):1691‒703. . 10.1056/nejmoa1304369
[35]

Morgan MA, Meirovitz A, Davis MA, Kollar LE, Hassan MC, Lawrence TS. Radiotherapy combined with gemcitabine and oxaliplatin in pancreatic cancer cells. Transl Oncol 2008;1(1):36‒43. . 10.1593/tlo.07106
[36]

Tsavaris N, Kosmas C, Skopelitis H, Gouveris P, Kopteridis P, Loukeris D, et al. Second-line treatment with oxaliplatin, leucovorin and 5-fluorouracil in gemcitabine-pretreated advanced pancreatic cancer: a phase II study. Invest New Drugs 2005;23(4):369‒75. . 10.1007/s10637-005-1446-y
[37]

Schroeder BA, Mandelson MT, Picozzi VJ. Alternating gemcitabine/nabpaclitaxel (GA) and 5-FU/leucovorin/irinotecan (FOLFIRI) as first-line treatment for de novo metastatic pancreatic cancer (MPC): safety and effect. Cancers 2023;15(23):5588. . 10.3390/cancers15235588
AI Summary AI Mindmap
PDF (12904KB)

Supplementary files

2024-42-11-S166

2042

访问

0

被引

详细
导航
相关文章

AI思维导图

/

〈 〉