单纳米尺度物体的纳米流体操控——当前进展、挑战与未来机遇

Nattapong Chantipmanee ,  Xu Yan

Engineering ›› 2024, Vol. 43 ›› Issue (12) : 57 -74.

PDF (8069KB)
Engineering ›› 2024, Vol. 43 ›› Issue (12) : 57 -74. DOI: 10.1016/j.eng.2024.08.021
研究论文

单纳米尺度物体的纳米流体操控——当前进展、挑战与未来机遇

作者信息 +

Nanofluidic Manipulation of Single Nanometric Objects: Current Progress, Challenges, and Future Opportunities

Author information +
文章历史 +
PDF (8262K)

摘要

纳米尺度物体（包括非生物和生物物体）的操控，为化学、生物学、化学与生物医学工程、材料与机械工程以及各种工业应用领域带来了突破性变革。然而，由于纳米尺度的极端微小性，无论是针对单纳米尺度物体还是分子，要实现操控的高精度、高准确性与高通量仍面临着巨大的挑战。纳米流体技术已经展示出在纳米尺度上传输离子和小分子物质的独特能力。我们认为，基于芯片的纳米流体器件因其尺度与纳米物体的尺度相当，为单纳米尺度物体和分子的高精度、高准确性与高通量操控提供了有效的策略。本文综述了当前单纳米尺度物体的纳米流体操控进展，探讨了纳米流体技术发展所面临的挑战。此外，本文还探讨了这一领域的未来机遇，强调了应对挑战的可能解决方案，并旨在促进关于纳米流控技术的讨论，从而推动该领域突破现有局限。

Abstract

The manipulation of nanometric objects, encompassing both non-biological and biological objects, offers a transformative avenue for breakthroughs in diverse fields, such as chemistry, biology, chemical and biomedical engineering, materials and mechanical engineering, and various industrial applications. However, achieving accuracy, precision, and high throughput in the manipulation of nanometric objects, whether on the scale of a single nanometric entity or molecule, is a formidable challenge because of the extremely small dimensions involved. Nanofluidics has already demonstrated unique capabilities for transporting the mass of ions and small molecules at the nanoscale. We posit that chip-based nanofluidic devices provide potent strategies for the precise, accurate, and high-throughput manipulation of single nanometric entities and molecules, benefiting from their dimensions, which are comparable to those of nanometric objects. This article offers an overview of the current progress in nanofluidic manipulation of single nanometric objects. It also discusses the challenges in the development of nanofluidic manipulation technologies. Furthermore, the article explores future opportunities in the field, highlighting possible solutions to the challenges, and aims to contribute to the ongoing discourse on nanofluidic manipulation, thus propelling the field to overcome its current limitations.

关键词

纳米通道 / 微流体 / 单个实体 / 纳米粒子 / 脱氧核糖核酸 / 蛋白质 / 囊泡 / 病毒

Key words

Nanochannels / Microfluidics / Single entities / Nanoparticles / DNA / Proteins / Vesicles / Viruses

引用本文

引用格式 ▾
Nattapong Chantipmanee,Xu Yan. 单纳米尺度物体的纳米流体操控——当前进展、挑战与未来机遇[J]. 工程（英文）, 2024, 43(12): 57-74 DOI:10.1016/j.eng.2024.08.021

登录浏览全文

4963

注册一个新账户 忘记密码

1 引言

纳米流体学是一个涉及研究和应用仅限于纳米尺度几何结构的流体的学科。虽然“纳米流体学”这一术语并非全新概念，但该研究领域本身仍处于早期阶段。自20世纪中叶以来，胶体科学、膜科学和化学工程等领域偶尔会涉及纳米尺度流体现象的相关问题[1‒11]，然而，由于缺乏专门的研究工具，该领域此前长期处于相对停滞状态。随着纳米孔[3,12‒24]、纳米管[25‒31]、纳米移液管[4,32‒35]、纳米线[36‒39]、纳米间隙[40‒43]、纳米多孔聚合物膜[44‒51]、二维层状材料[52‒55]等实验技术的突破性进展，以及近年来出现的芯片基纳米流体器件（以下简称“纳米流体器件”）[9,56‒64]的出现，纳米流体技术迎来了新的发展。

纳米流体器件是一种结构紧凑、固态、平面化且透明的器件，具有精确定义的纳米通道结构，通常采用先进的纳米光刻技术制造而成[5,10,61‒72]。由于这些特性，纳米流体器件在纳米结构内实现精确流体操控方面展现出最大潜力。纳米流体器件的应用使研究人员发现了一系列仅限于流体在纳米尺度的新现象和特殊效应。这包括改变水的液体性质（例如，介电常数降低[73‒76]，质子迁移率升高[77‒79]，相较于宏观尺度黏度增大[74,80]）以及非线性传输行为（如离子电流整流效应[80‒82]和浓度极化现象[18,83‒86]）。这些在宏观或微观尺度下未被观测到的现象，在纳米尺度下变得显著，这为深入认识流体和流体的创新应用带来了全新的机遇。因此，虽然纳米流体技术通常被看作是从成熟的微流体技术领域演化而来，但是它显然不仅仅是微流体技术的延伸，而应被视为一个独立的新领域。此外，纳米流体器件的小型化、平面化和透明特性，使其易于与各种显微镜、分析仪器和尖端设备集成[67,84‒93]。这种多学科兼容性使纳米流体器件在流体力学以外的众多领域得到广泛应用，包括化学、生物学、物理学、诊断学、医学、药学、能源、药物发现、化学工程、材料科学和信息科学[89,94‒109]。

纳米流体器件与实验室常用技术手段相结合，可构建高效、灵活且功能强大的实验平台，实现对纳米流体流动、现象和效应的产生、控制、观测与监测。利用流体力学[6,92,110]、电动力学[61,110]和毛细管作用[111‒113]等机制，液体或溶液可轻松地通过芯片上的进出口结构注入纳米通道。因此，压力驱动流（PDF）、电渗透流（EOF）和毛细管填充流（CFF）成为在纳米流体器件中产生纳米流体流动的主要方法。相应地，通过调节纳米通道两端的电势差（即电压）[114‒118]、压差[61‒62,117]和纳米通道的表面润湿性[119‒125]，可以控制这些纳米流体流动的速度和方向。

由于纳米流体器件具有平面化、透明和机械稳定性高的特性，通过各种光学显微镜系统可以直接观察和测量纳米通道内的纳米流体流动行为和传输现象的细节。另外，对于难以通过当前显微镜技术直接观察到的传输现象和效应，可以通过实时监测芯片进出口之间的物理或化学参数的动态变化进行间接表征。这些参数包括离子电导率[76,126‒127]、电阻[76,128‒130]、穿隧电流[43,130‒133]、流体压降[134‒136]和浓度[137‒138]。因此，对纳米流体器件的研究极大地促进了对纳米尺度传输机制的认识，并促成了诸多新现象与非常规效应的发现。

目前对纳米尺度传输机制的研究已经揭示了离子和小分子在纳米尺度上独特的传输机制，许多优秀综述文献对此已有详尽阐述[24,44,139‒144]。如今，纳米流体器件在超微尺度流体及纳米尺度物体操控中的应用正呈显著增长趋势。在本文中，我们将这种新兴操控机制定义为“纳米流体操控”。我们认为，无论是在单纳米尺度上还是在单分子尺度上，纳米流体操控技术为处理生物或非生物物质提供了广泛而有效的方法，并且适用于广泛的学科领域（图1）。

这样做的理由有三点。首先，纳米通道的尺寸与许多具有研究价值的非生物和生物纳米物体的长度尺度相当，为限制单个实体和分子提供了理想的纳米空间，从而显著提高了操控精度；其次，纳米通道可以有效地限制布朗运动，这一直是操纵溶液中单纳米尺度物体所面临的重大挑战；再次，纳米通道具有独特的物理化学特性，如极高的表面积/体积比、极短的扩散距离和热传导路径，这为开发具有突破性性能的新型操控机制与技术铺平了道路，这些操控机制和技术是我们目前无法企及的。

近年来，纳米流体操控这一新兴领域涌现了多项开创性探索，为操控超小纳米尺度流体和单纳米尺度物体的各种潜在方法奠定了基础，如图1所示。这些探索方向涵盖一系列主题：亚皮升（即小于1 pL）流体的操控、纳米尺度界面的构建和操控、一维（1D）纳米尺度物体操控（如DNA）、准零维纳米尺度物体操控[包括非生物纳米颗粒（如无机纳米粒子）、生物纳米颗粒（如细菌、囊泡、病毒等生物大分子组装体）和单个生物大分子（如蛋白质）]以及单个小分子操控。这些研究方向根据单个纳米尺度物体的维度和尺寸划分，同时也反映了纳米流体操控的难度差异。随着纳米尺度物体维度和尺寸的减小，由于布朗运动的影响增强以及对高度精确控制的需要，操控挑战显著增加。本文旨在深入研究这些纳米流体操控的新兴方向，重点关注特定领域的发展和趋势，而不是对整个领域进行全面综述。我们介绍了该领域的最新进展，重点介绍了与上述方向一致的值得注意的研究。本文还讨论了这些研究面临的挑战，并对推动纳米流体操控领域发展的未来机遇进行了前瞻性展望。

2 基本纳米流体操控

当前纳米流体操控的技术挑战主要集中在实现纳米级通道内流体的精确操控上，这些流体的体积通常小至亚皮升，并被限制在纳米尺度的封闭空间内。由于这些过程中超微体积与受限空间带来的独特挑战，对基本纳米流体操纵技术的深入理解至关重要。因此，为了应对这一重大挑战，必须建立专门针对亚皮升流体和纳米尺度界面的操控方法。纳米流体操控领域的这一创新不仅为亚皮升流体的精确操控打开了大门，也为科学、工程及工业应用带来变革性创新。

2.1 亚皮升流体

无论是在宏观尺度还是微观尺度，流体操控能力都对包括生物技术、化学和材料科学在内的各个领域产生了深远的影响[1,5,57,86,144‒145]。尽管目前针对微量流体的控制方法已日趋成熟，但由于纳米通道的超微尺寸（10~1000 nm），亚皮升尺度流体操控仍然面临重大挑战。目前，已有研究机构通过在微型纳米流体通道内引入阀门等流体组件来操控亚皮升流体[1,56‒57,59,86,145‒146]。操控亚皮升流体的示例之一是Kazoe等[146]开发的玻璃纳米阀，通过外力诱导纳米级玻璃发生形变实现流体控制。其工作机制简单高效，阀门功能已成功通过验证。

Furukawa等[145]提出了一种基于纳米气泡和光的新型纳米阀，称为纳米气泡阀，并提出了一种纳米通道横截面与铬金属垫层相连的纳米流体器件的设计方案。该纳米气泡阀的工作原理是通过吸收激光束的能量诱发局部热效应及相变（液体汽化）[145,147]。

兆赫兹级振动技术已成功拓展至纳米尺度操控领域。据报道，研究人员开发了一种新的基于表面声波（SAW）的泵浦方法，可用于操纵纳米狭缝通道内的受限流体、悬浮纳米颗粒和分子[148]。Zhang等[149]的近期研究表明，在高纵横比的纳米狭缝通道内，利用兆赫兹级表面声波可实现对200 fL（1 fL = 10-15 L）液滴的主动操控，如图2（a）所示。该方法通过沿通道形成陷阱作为局部加宽区域，实现单个液滴的推进、分裂、混合和合并等精准操作[149]。Deng等[147]推出了一种新型器件，该器件集成了基于离子陷落（EKT）的纳米流体预浓缩器与振荡式（声波）气泡阀，可在免疫检测过程中高效捕获浓缩抗原和免疫微球。

另一项创新性方法采用定制化温敏聚合物，这种材料可以在水合和脱水状态之间进行转换，分别对应膨胀和收缩状态。Xu等[57]开发了一种活性纳米阀，将温敏材料应用于飞升尺度纳米流体通道中，其中聚合物刷长度的变化实现了基于软物质调控的活性纳米阀的功能。如图2（b）所示，为验证该纳米阀的闭合与开启状态，研究人员对其阀控性能进行了评估。

2.2 纳米尺度界面

本节深入探讨纳米流体操控的前沿领域，重点阐述如何利用纳米尺度界面实现对流体的纳米级控制。在互不相溶的液-液或气-液界面控制多相流体对于反应、萃取、纯化和预浓缩等各种化学操作至关重要[106,122,150‒152]。由于其重要性，我们深入探讨了纳米流体操控领域当前取得的进展和面临的挑战，重点关注纳米尺度界面，尤其是气-液和液-液界面方面的研究。

此前的研究表明，在纳米/微米通道中形成1 aL~1 fL体积的液滴对于合成功能性纳米颗粒和促进药物递送具有重要价值[106,153]。通过流动聚焦技术，利用连续相与界面不稳定性，已成功制备出具有确定直径的超微单分散液滴。然而，实现多相流的并行流动时，在平衡表面张力导致的流体压力与拉普拉斯压力方面面临挑战。在纳米空间中，拉普拉斯压力可达100~1000 kPa，这使得多相流体操控尤为困难。Kazoe等[66]开发了一种在纳米通道中形成水-有机平行两相流的方法来应对这一挑战。这项技术基于纳米尺度的局部表面修饰策略，利用部分疏水性纳米通道来稳定具有高拉普拉斯压力的平行两相流。利用该方法，研究人员成功地在十八烷基三氯硅烷（ODS）修饰的纳米通道的局部表面构建了水-十二烷平行两相流[66,106,154]。

液滴或平推流在高效反应的体积控制和分区中起着重要作用，其形成涉及界面处的黏滞力、表面张力、流体压力和拉普拉斯压力之间的微妙平衡[59‒60,150,155‒158]。Takagi等[159]开发了纳米流体分析预处理方法，利用纳米通道将化学操作单元缩小到飞升至皮升体积。图3（a）是一个飞升液滴喷射器的示意图，显示的是以13 Hz频率喷射液滴的时间序列图像。该器件的配置包括用于输送液体样品的纳米通道和实现气体聚焦从而形成气-液-气并行流的辅助纳米通道[159]。

纳米通道中纳米尺度界面的一项突破性应用涉及气-液界面（GLI）的操控。这些独特的界面是分子从一种状态转变到另一种状态的关键区域，近年来已通过纳米流体技术将其缩小到纳米尺度[89,122]。Kawagishi等[122]通过整合精确的局部表面控制、定制的物理化学效应和优化的纳米流体操控技术，在飞升级纳米流体通道中构建了可控的纳米级GLI。该方法涉及通过亲水/疏水纳米图案化纳米流体通道中的局部相变诱导的纳米级GLI的形成，最终形成均一、稳定和可阵列排布的纳米级GLI。图3（b）显示了在亲水/疏水纳米图案化纳米流体通道中构建纳米级GLI的原理示意图。

探索纳米流体操纵的基本原理是推动这一不断发展的领域进步的基石。改进纳米流体操控技术的意义在于它能为化学、生物学、化工与生物医学工程、材料科学、机械工程和各种工业应用等不同领域提供纳米尺度物体的精准操控方法。然而，无论是在单个纳米实体上还是在分子尺度上，要在超微尺度上实现高精度、高准确度与高通量的操控，仍面临巨大挑战。为了充分发挥纳米流体操控的潜力及其对科学、工程和工业应用的变革性影响，解决这一关键挑战势在必行。因此，对单个一维纳米尺度物体（即在纳米尺度范围内的一维物体，如单链DNA）和单个准零维纳米尺度物体，或所有三轴维度都在纳米尺度范围的物体（如单个病毒或脂质体）的操控至关重要。操控这些单个一维或准零维纳米尺度物体的能力不仅为创新突破开辟了道路，更将推动不同学科和技术领域的进步。这使得纳米流体操控成为不同领域进步的核心驱动力，重新塑造了各领域的发展格局。

3 单个一维纳米尺度物体

纳米通道已成为操纵单个一维纳米尺度物体（如DNA分子）的理想工具，相较于需要将分子固定于固体表面或微珠的光镊与磁镊等传统技术[6,47,110,160]，其优势显著。虽然针对单个DNA分子的纳米流体操控技术为研究和应用开辟了广阔的前景，但仍存在一些挑战。其中包括在提升通量、可扩展性和操作便捷性的同时，最大限度地降低DNA在操控过程中的损伤风险。纳米通道可实现对单个长DNA链的充分限制和线性拉伸，且无需固定[47,110,160‒161]。这不仅能够实现对DNA的直接观测、探测、绘图和条形码标记，更为未来实现全分子尺度DNA测序提供了可能[47,132,160]。

用于操控单个DNA分子的技术有许多种[136,162‒170]。其中一个重要的案例是DNA“结工厂”，它是一个DNA结形成模型，指导DNA结的产生[136,162,164,167]。Amin等[136]提出了一种“芯片上的DNA打结工厂”的方法，该方法利用低雷诺数流将单个DNA分子压缩到纳米通道中的狭缝屏障上，如图4（a）所示。最初，DNA链发生延伸，然后在压缩时释放流体，使DNA分子松弛并暴露出沿伸展分子分布的、具有高强度荧光信号的局部聚集区域（即结结构）。这种创新系统不仅能有效地形成并检测DNA结，还可以用于开发模型来量化有利于结产生的条件。此外，可通过调控电荷分布来降低DNA易位的速度，从而增强DNA与纳米通道壁之间的相互作用。例如，Liu等[170]证明，使用外部栅极偏压对纳米通道壁表面电荷进行电调控，显著减缓了DNA通过纳米通道的易位速度。他们在实验中使用了一种带有集成栅电极的纳米流体场效应晶体管，能够对介电氧化铝壁的表面电荷进行电调控。正栅极偏压使DNA与毛细管表面之间的静电引力增强，从而将DNA的易位速度降低了一个数量级。该器件在高分辨率DNA测序中具有巨大的应用潜力。另一项重要技术涉及使用可调限域空间的纳米狭缝，可用于研究DNA在强限域条件下的易位行为[161]。此外，Robin等[171‒172]报道了多项开创性实验，证明这些纳米狭缝可应用于神经形态计算中。通过利用受限DNA易位的独特特性，他们的研究揭示了纳米流体操控技术在模拟神经结构的高级计算系统开发中的应用潜力。

在最近的一项研究中，Yu等[169]提出了一种基于动态可调限域的单链DNA操控策略，如图4（b）所示。通过调控气动微阀和由弹性体材料制成的纳米狭缝的形变，该研究团队动态构建了一个均匀的可连续调节的三角形纳米通道阵列。这些尺寸可调的纳米通道，其有效尺寸最低可达20 nm，长度最高可达亚毫米级，非常适合兆碱基对（Mbp）长DNA分子的线性拉伸。Ström等[166]研发的DNA分选器件的通量较其他微流体操控技术高1~5个数量级。如图4（c）所示，该器件占地面积（23 mm × 0.5 mm）小，特征尺寸为微米尺度，其制备难度显著低于基于并行纳米阵列的方法。该研究展示了在超高流速下微尺度确定性侧向位移（DLD）阵列中的高通量长DNA分选，显示了166千碱基对（kbp）（绿色）和48.5千碱基对（红色）的排序。

了解DNA与蛋白质之间的相互作用对于阐明生物过程至关重要，这推动了纳米流体器件在单DNA分子研究中的应用[43,47,160,163,165,168,173]。Öz等[174]证明，通过纳米通道可以对DNA-蛋白质相互作用进行单分子研究，而无需将DNA分子锚定在外部物体上。在最近的一项研究中，Sharma等[163]发明了一个纳米流体器件，该器件的每个纳米通道中间都有一个反应室，他们通过该纳米流体器件来操纵DNA-分析物相互作用，如图4（d）所示。该纳米流体器件的反应室的尺寸比进出反应室的纳米通道大，可利用熵效应将单个DNA分子限制在反应室中[163]。

4 单个准零维纳米尺度物体

对单个准零维纳米尺度物体的精准控制在生物和非生物领域都有着巨大的应用前景。然而，由于大多数相互作用机制在微观尺度下的不利于扩展的特性，相关研究面临着诸多挑战。通过探索单个准零维纳米尺度物体的复杂性，初步研究旨在解锁开创性方法，以应对在传输、捕获、截留和操控这些实体所面临的关键挑战，这是充分发挥其潜力的重要一步。

本节深入讨论了纳米流体操控在单个生物和非生物实体领域的最新进展，揭示了这一不断发展的领域所面临的挑战和创新解决方案。无论是针对生物实体还是非生物实体，实现对这些单一准零维纳米尺度物体的精准操控，都将为纳米流体操控在电子器件、催化、材料设计、传感、药物研发、疾病诊断和靶向治疗等领域的更广泛应用铺平道路。这一进展拓展了纳米尺度的边界，充分展示了纳米流体操控技术在各种领域的变革潜力。

4.1 非生物领域

本节探讨了当前纳米流体操控技术在单个非生物纳米颗粒领域取得的进展，重点介绍了这一动态领域所面临的挑战和涌现的创新方法。控制液体中纳米尺度物体的运动和确定其特性至关重要。然而，由于大多数相互作用机制在微观尺度下不利于扩展的特性，相关研究面临诸多挑战。在流体中控制和传输纳米尺度物体存在特殊的困难，需要创新的方法来克服在微观尺度下固有的缩放挑战。

为了攻克单个纳米尺度物体难以操控和表征这一难题，研究人员开发出了一系列不同的方法。非生物纳米颗粒，包括聚合物纳米颗粒（如聚苯乙烯和硅）[175‒178]、量子点[178‒179]和金属纳米颗粒（如金和铂）[180‒184]，因其独特的性质而在各种技术应用中具有不可估量的价值。它们与众不同的特性使其成为纳米流体操控持续进展的核心，为电子器件、催化和材料设计等领域带来了新的可能性。其中，纳米流体捕获技术是一项重要的技术，可以精确控制捕获强度和操控粒子的位置。目前已有多种捕获方法可以实现在常温环境下对纳米颗粒的长时间稳定限域，如反布朗电动力学（ABEL）[184]捕获、凸透镜诱导限域（CLIC）[185‒186]和几何诱导静电（GIE）[187]捕获。近期，Levin等[181‒182]报道了纳米流体捕获的一个重要案例，展示了在平行纳米流体通道阵列中捕获选定形状的胶体金纳米晶体的情形，如图5（a）所示。该平台可确保每个颗粒的反应条件相同，从而实现平行定量活性监测[图5（a）] [181‒182]。该方法凸显了纳米流体系统在促进高度可控和可重复实验方面的潜力，这些实验对于理解纳米颗粒在特定条件下的细微行为至关重要。Altenburger等[183]则通过整合等离子体成像与光谱技术，开发出用于单颗粒催化研究的纳米流体反应器。他们的创新方法确保了单个颗粒的反应条件均一性，允许在同一实验设置中进行涉及数十个单个纳米颗粒的高度平行化研究。这种方法不仅提高了催化研究的效率，还揭示了传统批量研究中常常被掩盖的单个颗粒催化行为特性。

最近，Höller等[176]提出传输单个纳米尺度物体的方法，涉及引导它们通过纳米通道网络并将它们限制在电动纳米阀中，如图5（b）所示。这种协同效应结合了所施加的交流（AC）电场和合理设计的纳米形貌，使得能够精确控制和跟踪荧光纳米尺度物体。这项研究工作已扩展到100 nm以下的共轭聚合物纳米颗粒[176]。此外，Eberle等[179]提出了一种可切换的电动力学纳米阀技术，用于对纳米尺度物体进行引导、限域、释放与分选。这一创新方法可在高离子强度环境下，按需调控包括单量子点在内的多种粒子的运动。此前，Magnasco [188]和Prost等[189]提出，基于非对称能量势场与非平衡波动的人工布朗马达（BMs）可实现此类粒子的传输。Skaug等[190]采用直径为60 nm的摇摆布朗马达来定向传输金纳米球。他们设计了一个纳米流体几何狭缝，构建了非对称势场，并通过振荡电场实现了定向传输。Fernandez-Cuesta等[178]将一个间隙为35 nm的等离子体蝴蝶结天线与一个30 nm × 30 nm的纳米通道集成在一起。纳米通道穿过天线的间隙，将分析物直接输送到热点区域。他们演示了天线如何探测纳米通道内的仄升[1仄升（zL）=10-21 L]体积。该纳米通道与等离子体蝴蝶结纳米天线集成在一起[图5（c）]；纳米通道的尺寸与天线间隙相近，并与纳米天线完美对齐并保持水平。

4.2 生物领域

对单个生物实体的操控与检测是一项变革性技术，对促进我们对基本生物过程的理解具有重要意义[1,6,11,91,110]。纳米流体操控的核心是在纳米尺度上对这些实体的精准控制。术语“单个生物实体”既包括生物大分子的集合体，也包括单个生物大分子。生物大分子集合体，如细菌[191‒192]、病毒[193‒200]、脂质体[107,199‒203]和细胞外囊泡（EV）[71,204‒210]，在细胞功能中发挥着关键作用。在纳米尺度上理解它们的动力学对于提高我们对生物过程的认识至关重要。同样，单个生物大分子，如蛋白质[110,210‒211]，表现出不同的行为和功能，共同构成了生命系统的整体功能。因此，对这些生物实体的操控与检测可以帮助理解其行为特征、相互作用机制和在不同领域的应用潜力。尽管潜力巨大，单个生物实体的纳米流体操控领域仍然面临诸多挑战。当前的挑战包括传输、捕获和固定等问题，特别是针对1~1000 nm范围内的生物实体。最新的文献记载表明，纳米流体操控技术在应对这些挑战方面取得了突破性进展。在单个纳米尺度物体层面上探索生物大分子集合体和单个生物大分子，不仅有助于我们理解细胞机制，也为在药物研发、疾病诊断和靶向治疗等领域的应用提供了前景。尽管存在这些挑战，纳米流体操控技术的发展将继续推动这一研究领域的进步。

4.2.1 生物大分子集合体

尺寸在微米范围内的单个细菌，如大肠杆菌（E. coli），需要采用百纳米尺度的纳米流体器件进行操控[191‒192]。Hong等[192]介绍了一种纳米流体器件，其能够主动地将200多个单个细菌细胞加载到纳米通道阵列中，如图6（a）所示。这种设置不仅可以量化抗生素的渗透性，还可以用作细胞间信号转导的传输途径[192]。Kk等[191]开发了一种自动化图像采集的纳米流体器件，可同时对10个不同样品进行光学DNA图谱分析。

使用纳米流体器件也成功地操控了尺寸在数十至数百纳米范围内的单个病毒[110,193,195,199]。其中最具代表性的研究是利用纳米流体操控平台以及其他光学[193,198‒199]和电学[110,195,197,212]检测技术对病毒的大小进行研究，当单个病毒通过纳米通道时，通过电压读数对其进行检测。例如，Zhou等[195]和Zhang等[212]持续开发了一种称为“排斥脉冲传感”的电学精密检测方法，该方法通过检测病毒衣壳从纳米通道的宽区域进入窄区域引起的电流变化进行分析。增加窄区域的数量，可以获得每个衣壳的多个信号，使该器件提高了尺寸检测精度。此外，接近衣壳大小的纳米结构还可以区分单个衣壳蛋白单元的尺寸差异[195,197,212]。最近，Eberle等[179]开发了一种可切换的电动力学纳米阀，可在器件中对包括大分子在内的尺寸小至10 nm左右的单纳米物体进行限域与引导。该纳米阀基于纳米尺度物体势能场的时空调控，通过纳米通道系统的通道壁形貌与嵌入式电极协同调制电场。该研究团队通过组合纳米阀将单个实体从整体中分离出来，并演示了它们的引导、限制、释放和分类的功能。他们展示了悬浮在离子强度范围广泛，可达到生物水平的电解质中的单个腺病毒和另一种生物分子的按需运动控制，如图6（b）[179]所示。

单脂质体是由脂质双分子层构成的球形囊泡，它在多个科学领域中都具有重要的研究价值。纳米流体操控技术通过在纳米尺度上控制流体的传输和操控，为探究和利用脂质体特性提供了强大工具[110,201‒202,204]。以Marie等[200]为代表的最新研究进展包括使用纳米流体捕获阱作为飞升反应器成功研究了数百个脂质体的融合过程[图6（c）]。该捕集器通过结合漏斗形纳米通道内的扩散渗透流与扩散颗粒传输机制实现其功能。研究团队将分别标记有Förster共振能量转移（FRET）供体或受体的带有互补DNA探针的两个脂质体样本依次引入纳米通道并进行捕获[200]。

对于单个EV操控，纳米流体器件可提供既能分离细胞分泌的EV，又能实现EV精确定位的双重功能纳米结构[71,206‒210]。EV的尺寸通常为几十到几百纳米。因此，纳米结构也被设计成至少有一个维度与EV类似，以实现有效操控。由于EV的高度异质性（大小和功能差异）[71,206‒210,213]，表征这种异质性对于理解EV之间的差异至关重要。例如，使用具有纳米柱的纳米流体器件对来源于人乳腺癌上皮细胞的EV进行尺寸分选。该纳米流体器件使用纳米柱对电渗流（EOF）驱动的囊泡进行分选，其基于EV的尺寸诱导EV在垂直于EOF的方向上产生位移[209]。另一个案例是使用一种称为“atiliter-in-femto-Array（aifA）”的特定纳米结构，直接在正常浓度下分离单个EV [206]。最近，Hong等[71]使用几何诱导的电流体动力学镊子（GET）解决了这些挑战。GET可在数秒内在等离子体热点附近大量并行捕获单个纳米尺度物体，如EV，而不会造成光热损伤。GET的可扩展性，加上其以单粒子分辨率瞬时捕获等离子体的能力，为高通量等离子体增强单粒子光谱学研究铺平了道路。

4.2.2 单个生物大分子

纳米流体操控技术也可以操控单个蛋白质分子，这为深入探索蛋白质分子的结构与功能特性提供了前所未有的机会[20,102,175,210‒211]。最近，Špačková等[214]提出了纳米流体散射显微镜（NSM），实现了对溶液中的单个蛋白质进行实时无标记成像。该方法能够同时测定分子量和流体动力学半径，而无需表面固定。实验中使用的纳米流体器件具有一系列定制横截面尺寸的纳米通道[图7（a）]，通过两个横截面尺寸为50 μm × 1.5 μm的微通道将宏观入口和出口相连。液体样本传输和成像依赖于对入口加压、在测量期间控制扩散以及细致的数据收集[214]。

Gordon [215]以及Mathew和Gordon [216]的研究展示了在该领域取得的新进展，他们利用纳米孔径光镊对单个蛋白质进行操控、传感和光谱分析。他们创新性地采用金属薄膜双纳米孔结构[图7（b）]，实现了以低激光功率捕获单个蛋白质，凸显了这项技术在研究动态生物过程方面的潜力[215]。Hong等[175]在研究中引入了光-热-电流体动力学镊子，实现了捕获并动态操控距离高强度激光焦点几微米的纳米尺度物体。这种新方法扩大了非侵入性操控蛋白质的可能性，促进了对其行为和相互作用的详细研究。

单个蛋白质的电学特性已成为生物电子学研究的关键领域。电子隧穿和量子力学隧穿（QMT）探针是实现这一目的的强大工具。Jiang等[217]开发了一种用于制造间隙小于5 nm的电子隧道探针的方案，该方案简单且适于推广，所制造的探针可用于测量单个蛋白质的电导率，具有更高的稳定性和精度。通过这些探针，可以实现对蛋白质电学特性的深入研究，这对于理解蛋白质在生物系统中的作用及其在纳米技术中的潜在应用至关重要。

纳米空腔扩散尺寸分析（NDS）等技术使在溶液中操控单个蛋白质组装体而无需表面固定就可以进行分析成为可能。Vanderpoorten等[218]制造的具有纳米空腔限域功能的纳米流体器件，显著延长了单分子研究的观测时长。Jacquat等[219]提出了NDS方法，该方法通过单分子共聚焦显微镜测量颗粒在纳米流体空腔内的驻留时间，并从中提取纳米颗粒的尺寸数据。NDS方法的主要原理和实验实现涉及将共聚焦显微镜的观察视野定位在填充有含有被观测单个蛋白质水溶液的纳米流体器件的捕获腔内[图7（c）]。提取单个蛋白质的尺寸数据涉及记录单个蛋白质扩散到观察视野内再扩散到观察视野外的时间轨迹，并记录单个蛋白质的停留时间分布，从而解析其流体动力学半径。

为了探索稳定的捕获方法，Svirelis等[211]提出了利用固态材料中带有大分子门控的纳米级腔室的方法。具有门控的响应性聚合物刷可以通过对局部温度的电控制按需塌陷，从而实现蛋白质的无损伤、非束缚式捕获。这种创新技术使大量蛋白质限制在纳米级腔室中，浓度可达到60 g∙L-1。在生理条件下，该平台具有长捕获时间（至少1 h）、快速的液体交换和配体通道等特性，因此具有高度通用性。最近，Yang等[210]开发了纳米流体适体纳米阵列（NANa），该阵列能够在正常浓度下对单个蛋白质进行免疫特异性捕获[图7（d）]。该方法在正方形纳米通道中将“纳米-纳米”集成技术[63,220]与适配体识别技术相结合，促进在正常浓度下随机捕获泊松分布[210]的单个蛋白质，如由两个B亚基组成的血小板衍生生长因子（PDGF-BB）。

5 单个小分子

单分子研究极大地重塑了我们对分子行为的理解，提供了通过传统技术无法企及的见解。纳米流体操控技术的兴起，开启了一个对单个分子进行纳米级操控的时代，促进了纳米级精准操控和分析技术的发展。然而，当面对超微单分子（小于10 nm）时，这种精确控制遇到挑战，超微单分子的微小尺寸给操控带来了困难。要实现对不同尺寸、特性分子的精准操控，必须具备处理多样化分子的灵敏度与分辨率。此外，在纳米流体操作过程中保持分子稳定性也是一个关键问题，需要制定有效的策略来克服溶液中的热扩散，即通常所说的布朗运动[1,11,89,175,221]。尽管存在这些挑战，单分子纳米流体操控技术仍处于科学发现的最前沿，从而为分子动力学研究提供了前所未有的见解。迄今为止，该领域需要不断的协作和创新，以克服现有挑战。本文重点介绍了一项在单分子溶液操控方面所取得的成就。Lesoine等[221]通过使用横截面为600 nm × 400 nm的纳米通道证明了这一显著特征。研究人员有意将纳米通道的横截面设计为小于共聚焦直径的通道，成功实现了单分子在截面直径均小于100 nm的全二氧化硅纳米通道内的限域一维运动检测。

最近，Ghosh等[222]利用全二氧化硅纳米通道实现了对扩散在纳米限域空间内、尺寸小于3 nm物体的多通道动态单分子检测[图8（a）]。他们利用全二氧化硅纳米流体环境的创新方法促进了单个分子的电动操控，同时解析了分子散粒噪声。这种高通量纳米通道构造，结合双焦点荧光相关光谱（2fFCS），实现了对快速移动的单个有机分子（如单个Alexa Fluor 647分子）进行一维限域检测，为理解分子散粒噪声本质提供了重要依据。这项研究为需要对分子动力学进行精确物理操控的实验奠定了基础，增强了我们研究快速分子相互作用和行为的能力[222]。

在另一项重要进展中，Zhan等[223]使用由机械可控断裂结装置控制的两个耦合等离子体纳米尖端，实现了溶液中单个分子（大约2 nm，如单个OPE3-SMe）的光捕获和释放[图8（b）]。该装置利用光照下间隙中的强电场，实现单个分子捕获。通过纳米间隙的隧穿电流区分单个目标分子的捕获状态。该装置基于表面等离子体的捕获效应具有普适性，表明选择性单分子捕获和操纵在各种化学和生物环境中具有广阔的应用前景。

Kawagishi等[95]介绍了一种柔性玻璃基混合纳米流体器件，该器件能精确控制纳米通道内单个小分子（如单个Cy3分子）的阻断、通过和定向流动[图8（c）]。该创新技术实现了实时跟踪纳米流体环境中的受控单个小分子，对研究不同空间限制条件下不同纳米流体的单个小分子的动态行为具有重要价值。这一进展加强了我们对纳米级分子动力学的理解，在分子诊断和纳米级流体控制方面具有潜在的应用前景。

6 挑战和未来展望

上述研究标志着纳米流体操控技术的早期进展，这些进展主要集中在对单个DNA分子、纳米颗粒、囊泡、病毒、蛋白质乃至小分子等的调控、阀控、界面处理、定向操控、捕获、分选等多种纳米尺度操控上。尽管取得上述进展，但该领域仍存在着创新和提升的空间。解决以下几个关键问题至关重要。首先，由于单个小分子的超微尺寸，限制它们需要更精准的纳米结构制备技术。纳米结构和纳米几何结构的未来发展是满足这一需求的关键。其次，实时和高速操控需要具有高时空分辨率的检测系统，以实现对纳米实体的即时和精准控制。再者，要实现高通量纳米流体操控需要创新的器件设计方法并与自动化系统集成。最后，纳米流体器件与其他技术（如光、磁场、声场和热场）的进一步耦合对于更有效地操控单个纳米尺度物体至关重要。

6.1 精确度和准确度

纳米流体操控技术处于科学创新的前沿，满足了在纳米尺度处理流体和操控单个纳米尺度物体对精确度和准确度的迫切要求。纳米尺度物体固有的复杂性带来了独特的挑战，促使人们制定创新的策略来实现精细的操控。纳米流体操控技术当前的状态反映了纳米结构设计、制备技术和流体控制处理方面的进展。然而，其在精确度和准确度方面的性能仍有待提升。

为了充分发挥纳米流体操纵的潜力，研究方向转向提高精确度和准确度势在必行。①在纳米结构设计、制造方法和流体控制技术方面必须力求超越现有的精确度和准确度水平，从而能够以无与伦比的精确度和准确度操控单个一维和准零维纳米尺度物体。纳米流体器件具有精良的几何结构设计，能够完美容纳单个纳米尺度物体，为精确传输、分离、隔离、捕获和组织开辟了新的途径。在纳米结构设计和制备技术的未来发展中，探索纳米-纳米集成[63,220]和埃尺度制造[15,68]等技术势在必行。这些研究的重点是改进和创新纳米结构，为实现前所未有的精确度和操控准确性铺平道路。除了改进和创新纳米结构之外，通过化学方法操控纳米流体通道中的单个纳米尺度物体具有巨大的潜力[139,224‒226]。通过化学表面修饰或施加外部电场等手段可以实现表面电荷的控制。通过改变纳米通道指定区域中的表面电荷，可以调节表面电荷密度，从而影响纳米通道表面和单个纳米尺度物体之间的相互作用。该功能是对单纳米尺度物体进行操控，实现阀控与捕获的基础。通过精密设计电荷分布，可以实现对单个纳米物体的精确控制，这是实现高效纳米流体操控的关键。②创新的纳米通道技术在克服超微尺寸带来的挑战方面发挥着关键作用。表面修饰[1,11,20,154]和位点特异性纳米图案[1,6,69,72]已成为纳米通道工程的创新方法。这些技术不仅增强了流体控制能力，而且还能够改进操控，从而有助于提高操控精确度和准确度。纳米流体操控精确度和准确度的提升具有巨大的变革性影响潜力。追求更高的精确度和准确性对于解锁科学、医学和技术应用的能力至关重要。

6.2 实时和高速

实时和高速纳米流体操控的必要性源于对单个纳米尺度物体或分子实现即时和精准控制的需要，从而为科学、医学和技术应用中的快速响应、动态干预和即时观察开辟了途径。尽管在技术上取得了重大进步，但当前的技术在实现最佳效率方面仍面临挑战，特别是对于需要与实时干预速度匹配的高速高灵敏度摄像机。

为了充分利用实时和高速纳米流体操控的潜力，①高速高灵敏度摄像机必不可少。有了摄像机的帮助，可以深入研究单个纳米尺度物体事件的时间尺度，能够以前所未有的速度实时观察和控制动态过程。②将新型高速高灵敏度摄像机集成到超分辨率显微系统中，如随机光学重建显微术（STORM）[212‒213]，是实现高时空分辨率的关键。这种集成提高了实时高速观测的精度，并提供了对纳米级事件的详细解析。要实现这一目标，需要在实时高速显微技术方面取得进步，以处理与单个纳米尺度物体事件相关的快速时间尺度，从而实时提供纳米级动态过程细节。

6.3 高通量

高通量操控单个纳米尺度物体是纳米流体操控中的重大挑战，需要创新的器件设计和自动化系统。工程师与纳米流体技术专家合作是开发能够同时处理多个大型纳米物体的可扩展系统的关键。高通量纳米流体操控技术引领了器件设计和自动化的进展。然而，在多个纳米尺度物体并行化分析领域仍然存在挑战。由于需要对纳米尺度物体进行无缝、同步操作和分析，需要对当前方法进行范式转变。①未来的发展前景包括使用并行分析技术同时操控和分析多个单纳米尺度物体。该方法对于进行高效的大规模研究至关重要。②自动化系统的集成对于实现高通量至关重要。自动化简化了流程，减少了操作和分析单个纳米尺度物体所需的时间和人力。③在高通量纳米流体操控过程中，机器学习和数据科学的集成增强了数据驱动的方法，并优化了操控结果。

解决单个纳米尺度物体高通量操控和排列的挑战，对于释放科技变革影响至关重要。工程师和纳米流体专家协作，加之自动化和平行分析技术的进步，是实现高通量纳米流体操控全部潜力的关键。

6.4 与外场的多样耦合

与光、磁场、声场和热场等各种外部场耦合，可以显著改善纳米流体操控。然而，在优化纳米流体器件和外部场之间的相互作用以满足各种应用需求方面仍存在挑战。未来，在对纳米流体器件和外部场之间的协同作用有了更深入的理解之后，将开发出利用不同耦合方式的独特优势的混合系统。未来前景包括但不限于①提高纳米流体器件与光、磁、声和热场耦合的能力，以精确、灵活和无创地操控单个纳米尺度物体；以及②混合耦合策略，协同结合多个外部场，实现对纳米物体前所未有的控制。

解决这些挑战并开展跨学科合作将推动纳米流体操控的发展。物理学、化学、材料科学和工程学知识的融合对于克服障碍和释放纳米流体操控在医学、材料合成和其他领域的全部应用潜力方面至关重要。

6.5 创新未来

纳米流体操控技术的持续进步有望通过开拓性创新重塑科学、工程和工业的格局（图9）。这种持续的发展不仅加深了我们对这些领域的理解，而且大大有助于我们应对全球范围内的挑战。控制单个纳米尺度物体的精确性和准确性是彻底改变取样、分析和合成等过程的关键。在生物学领域，操控单个纳米尺度物体，如单链DNA，可以解锁DNA测序的可能性。纳米流体操控技术驱动的技术进步也同样重要。实时、高速操控纳米尺度物体将传感器和致动器技术的发展引领到了新的维度。这些进步对于开发先进的应用，如分子机器人技术和电动车辆的高效电池，是必不可少的。伴随着高通量操控以及与外部场的多样化耦合技术的发展，工业界可以通过先进的纳米流体操控技术实现分子机器人技术的重大突破。此外，将纳米流体操控技术与计算和信息处理技术相结合，有望实现更快、更节能的技术，从而促进人工智能和量子计算的进步。

在工业背景下，纳米流体操控有望革新制造工艺，从而生产出性能增强的纳米级材料。这促进了行业创新，并有助于可持续发展。纳米流体操控技术有着深远的社会影响，从医疗保健到环境可持续性，影响人类生活的方方面面。通过促进医疗、清洁能源技术和高效制造领域实现突破，纳米流体操控技术有可能解决紧迫的全球挑战问题，提高整体生活质量。未来，纳米流体操控技术将因其跨学科特性，在塑造技术更先进、可持续和互联的世界中发挥重要作用。

随着技术的发展，在纳米流体通道中操控单个纳米离子（小于1 nm）将成为关键，但因其尺寸极小而具有挑战性。解决这一挑战对于在纳米流体通道或器件内实现对这些纳米尺度的单个纳米离子的精准控制至关重要。此外，可操控表面电荷的方法有多种，包括表面修饰和施加外部场。通过改变纳米通道内特定位置处的表面电荷密度，可以控制单个纳米离子，从而实现传输、阀控和捕获等功能。通过应对与操控单个纳米离子相关的挑战以及利用各种技术调节表面电荷，将使纳米流体技术取得重大进展，从而在许多科学和工业领域实现突破。

7 结论

总之，本文重点介绍了纳米流体操控技术的新兴前沿，深入探讨了特定领域的发展和趋势，而不是对整个领域进行全面综述。我们系统梳理了该领域的最新进展，着重分析了符合重要发展方向的研究成果。此外，我们还探讨了围绕这些探索所固有的挑战，并展望了未来可能推动纳米流体操控技术达到新高度的未来路径。纳米流体器件发展的最新进展为在单个物体层面上操纵单个纳米尺度物体（生物和非生物）指明了方向。纳米流体器件展示了对纳米级结构进行精确控制的能力，实现了一系列功能，包括调节、阀控、界面连接、处理、捕获和截留。尽管具备这些能力，但是由于操纵尺度极小，仍存在许多实际挑战。然而，研究单个纳米尺度物体的重要性继续推动纳米流体操控技术的发展。该领域将克服这些挑战，为未来的技术突破铺平道路，实现卓越的空间和时间分辨率、高通量以及与外部场的有效集成。纳米流体操控技术的重要意义远远超出了本文讨论的范畴。鉴于它具有推动各种科学和工业领域革新的潜力，它已成为一个广受关注的热点话题。纳米流体操控技术的不断发展是解锁单个纳米尺度物体研究和实现前所未有的控制精度的关键。随着研究不断解决各种挑战并取得突破性进展，纳米流体操控技术的变革性影响有望重新定义科学探索和技术创新的可能性。

参考文献

原文顺序 | 出版日期 | 本文引用
[1]

Yang J, Xu Y. Nanofluidics for sub-single cellular studies: nascent progress, critical technologies, and future perspectives. Chin Chem Lett 2022;33(6):2799‒806. . 10.1016/j.cclet.2021.09.066
[2]

Chen L, Yang C, Xiao Y, Yan X, Hu L, Eggersdorfer M, et al. Millifluidics, microfluidics, and nanofluidics: manipulating fluids at varying length scales. Mater Today Nano 2021;16:100136. . 10.1016/j.mtnano.2021.100136
[3]

Mawatari K, Kazoe Y, Shimizu H, Pihosh Y, Kitamori T. Extended-nanofluidics: fundamental technologies, unique liquid properties, and application in chemical and bio analysis methods and devices. Anal Chem 2014;86(9):4068‒77. . 10.1021/ac4026303
[4]

Haywood DG, Saha-Shah A, Baker LA, Jacobson SC. Fundamental studies of nanofluidics: nanopores, nanochannels, and nanopipets. Anal Chem 2015;87(1):172‒87. . 10.1021/ac504180h
[5]

Nature materials. Nanofluidics is on the rise. Nat Mater 2020;19(3):253. . 10.1038/s41563-020-0633-8
[6]

Chantipmanee N, Xu Y. Nanofluidics for chemical and biological dynamics in solution at the single molecular level. Trac Trend Anal Chem 2023;158:116877. . 10.1016/j.trac.2022.116877
[7]

Xu Y, Jang K, Yamashita T, Tanaka Y, Mawatari K, Kitamori T. Microchip-based cellular biochemical systems for practical applications and fundamental research: from microfluidics to nanofluidics. Anal Bioanal Chem 2012;402(1):99‒107. . 10.1007/s00216-011-5296-5
[8]

Bocquet L, Tabeling P. Physics and technological aspects of nanofluidics. Lab Chip 2014;14(17):3143‒58. . 10.1039/c4lc00325j
[9]

Sparreboom W, Van Den Berg A, Eijkel JCT. Principles and applications of nanofluidic transport. Nat Nanotechnol 2009;4(11):713‒20.
[10]

Bocquet L. Nanofluidics coming of age. Nat Mater 2020;19(3):254‒6. . 10.1038/s41563-020-0625-8
[11]

Xu Y. Nanofluidics: a new arena for materials science. Adv Mater 2018;30(3):1702419. . 10.1002/adma.201870019
[12]

He Y, Tsutsui M, Zhou Y, Miao XS. Solid-state nanopore systems: from materials to applications. NPG Asia Mater 2021;13(1):48. . 10.1038/s41427-021-00313-z
[13]

Ma W, Xie W, Fang S, He S, Yin B, Wang Y, et al. Nanopore electrochemical sensors for emerging hazardous pollutants detection. Electrochim Acta 2024;475:143678. . 10.1016/j.electacta.2023.143678
[14]

Canaguier A, Guilbaud R, Denis E, Magdelenat G, Belser C, Istace B, et al. Oxford nanopore and bionano genomics technologies evaluation for plant structural variation detection. BMC Genom 2022;23(1):317. . 10.1186/s12864-022-08499-4
[15]

Thakur M, Cai N, Zhang M, Teng Y, Chernev A, Tripathi M, et al. High durability and stability of 2D nanofluidic devices for long-term singlemolecule sensing. Npj 2D Mater Appl 2023;7(1):11. . 10.1038/s41699-023-00373-5
[16]

Jena MK, Pathak B. Development of an artificially intelligent nanopore for high-throughput DNA sequencing with a machine-learning-aided quantumtunneling approach. Nano Lett 2023;23(7):2511‒21. . 10.1021/acs.nanolett.2c04062
[17]

Xue L, Yamazaki H, Ren R, Wanunu M, Ivanov AP, Edel JB. Solid-state nanopore sensors. Nat Rev Mater 2020;5(12):931‒51. . 10.1038/s41578-020-00256-x
[18]

Cao E, Cain DV, Silva S, Siwy ZS. Ion concentration polarization tunes interpore interactions and transport properties of nanopore arrays. Adv Funct Mater 2024;34(11):2312646. . 10.1002/adfm.202312646
[19]

Koch C, Reilly-O’Donnell B, Gutierrez R, Lucarelli C, Ng FS, Gorelik J, et al. Nanopore sequencing of DNA-barcoded probes for highly multiplexed detection of microRNA, proteins and small biomarkers. Nat Nanotechnol 2023;18(12):1483‒91. . 10.1038/s41565-023-01479-z
[20]

Wang K, Zhang S, Zhou X, Yang X, Li X, Wang Y, et al. Unambiguous discrimination of all 20 proteinogenic amino acids and their modifications by nanopore. Nat Methods 2024;21(1):92‒101. . 10.1038/s41592-023-02021-8
[21]

Li CW, Merlitz H, Sommer JU. Scaling behaviors of nanoparticle clusters that are driven through brush-decorated nanopores. Macromolecules 2023;56(21):8710‒20. . 10.1021/acs.macromol.3c01762
[22]

Feng J, Liu K, Graf M, Dumcenco D, Kis A, Di Ventra M, et al. Observation of ionic coulomb blockade in nanopores. Nat Mater 2016;15(8):850‒5. . 10.1038/nmat4607
[23]

Seth S, Rand A, Reisner W, Dunbar WB, Sladek R, Bhattacharya A. Discriminating protein tags on a dsDNA construct using a dual nanopore device. Sci Rep 2022;12(1):11305. . 10.1038/s41598-022-14609-9
[24]

Ma L, Liu Z, Man J, Li J, Siwy ZS, Qiu Y. Modulation mechanism of ionic transport through short nanopores by charged exterior surfaces. Nanoscale 2023;15(46):18696‒706. . 10.1039/d3nr04467j
[25]

Malmir M, Nejadi M, Nejatipour R, Dadsetani M. Electronic and optical properties of bare and functionalized M2C and M2CO2 (M = Ti, Zr, Sc) MXene nanotubes: a comparative DFT study. Optik 2024;297:171572. . 10.1016/j.ijleo.2023.171572
[26]

Cui G, Xu Z, Li H, Zhang S, Xu L, Siria A, et al. Enhanced osmotic transport in individual double-walled carbon nanotube. Nat Commun 2023;14(1):2295. . 10.1038/s41467-023-37970-3
[27]

Yamaguchi SI, Xie Q, Ito F, Terao K, Kato Y, Kuroiwa M, et al. Carbon nanotube recognition by human siglec-14 provokes inflammation. Nat Nanotechnol 2023;18(6):628‒36. . 10.1038/s41565-023-01363-w
[28]

Leng J, Chang T. Fluid-solid coupling for microscale transport of nanoparticles in ultralong carbon nanotubes. Thin-Walled Struct 2024;195:111431. . 10.1016/j.tws.2023.111431
[29]

Secchi E, Marbach S, Niguès A, Stein D, Siria A, Bocquet L. Massive radiusdependent flow slippage in carbon nanotubes. Nature 2016;537(7619):210‒3. . 10.1038/nature19315
[30]

Jin Q, Ren Y. Review on mechanics of fluid-conveying nanotubes. Int J Eng Sci 2024;195:104007. . 10.1016/j.ijengsci.2023.104007
[31]

Im J, Jeong YH, Kim MC, Oh D, Son J, Hyun K, et al. Wet spinning of multiwalled carbon nanotube fibers. Carbon 2024;216:118532. . 10.1016/j.carbon.2023.118532
[32]

Tae Kim J, Spindler S, Sandoghdar V. Scanning-aperture trapping and manipulation of single charged nanoparticles. Nat Commun 2014;5(1):3380. . 10.1038/ncomms4380
[33]

Mao Y, Tan X, Dou Y, He L, Li S, Cao H, et al. Nanopipette: a high-precision portable programmable instrument for nanoliters to milliliters liquid handling. Sens Actuators A Phys 2024;365:114876. . 10.1016/j.sna.2023.114876
[34]

Zheng J, Liu J, Zhang J, Jiang Y, Xu S, Feng Y, et al. Dual-current signal highsensitivity detection of telomerase using signal amplified DNA functionalized metal-organic frameworks in glass nanopipettes. Sens Actuators B Chem 2024;401:134950. . 10.1016/j.snb.2023.134950
[35]

Shi L, Rana A, Esfandiari L. A low voltage nanopipette dielectrophoretic device for rapid entrapment of nanoparticles and exosomes extracted from plasma of healthy donors. Sci Rep 2018;8(1):6751. . 10.1038/s41598-018-25026-2
[36]

Peng K, Morgan NP, Wagner FM, Siday T, Xia CQ, Dede D, et al. Direct and integrating sampling in terahertz receivers from wafer-scalable inas nanowires. Nat Commun 2024;15(1):103. . 10.1038/s41467-023-44345-1
[37]

Squires AH. Electrokinetic manipulation of a nanowire. Nat Nanotechnol 2023;18(10):1128‒9. . 10.1038/s41565-023-01459-3
[38]

Kim NK, Kim K, Jang H, An T, Shin HJ, Kim GH. Microheater with copper nanofiber network via electrospinning and electroless deposition. Sci Rep 2023;13(1):22248. . 10.1038/s41598-023-49741-7
[39]

Escobar JE, Molina J, Gil-Santos E, Ruz JJ, Malvar Ó, Kosaka PM, et al. Nanomechanical sensing for mass flow control in nanowire-based open nanofluidic systems. ACS Nano 2023;17(21):21044‒55. . 10.1021/acsnano.3c04020
[40]

Chen S, Chen L, Zhang Y, Xu D, Hu C, Zhang L, et al. Silver nanosheets selfassembled on polystyrene microspheres to form hot “spots” with different nanogap distances for high sensitive sers detection. Talanta 2024;268(Part 1):125370. . 10.1016/j.talanta.2023.125370
[41]

Ohshiro T, Konno M, Asai A, Komoto Y, Yamagata A, Doki Y, et al. Singlemolecule RNA sequencing for simultaneous detection of m6A and 5mC. Sci Rep 2021;11(1):19304. . 10.1038/s41598-021-98805-z
[42]

Kumar K, Sharma M, Pandey R. First-principles study of gallenene-based nanogap architecture for DNA nucleobase identification. Mater Chem Phys 2024;313:128686. . 10.1016/j.matchemphys.2023.128686
[43]

Ohshiro T, Komoto Y, Konno M, Koseki J, Asai A, Ishii H, et al. Direct analysis of incorporation of an anticancer drug into DNA at single-molecule resolution. Sci Rep 2019;9(1):3886. . 10.1038/s41598-019-40504-x
[44]

Ma Q, Li Y, Wang R, Xu H, Du Q, Gao P, et al. Towards explicit regulating-iontransport: nanochannels with only function-elements at outer-surface. Nat Commun 2021;12(1):1573. . 10.1038/s41467-021-21507-7
[45]

Ma Q, Wang R, Gao P, Dai Y, Xia F. Revealing the role of surface wettability in ionic detection signals of nanofluidic-based chemical sensors. Anal Chem 2022;94(47):16411‒7. . 10.1021/acs.analchem.2c03690
[46]

Wei C, Zhou Y, Yang X, Lu Y, Wang A, Zhang Y, et al. Parallel arrays of clay nanosheets sandwiched in two-dimensional nanofluidic membrane for enhanced ion transport properties. J Membr Sci 2023;680:121744. . 10.1016/j.memsci.2023.121744
[47]

Frykholm K, Müller V, Kk S, Dorfman KD, Westerlund F. DNA in nanochannels: theory and applications. Q Rev Biophys 2022;55:e12. . 10.1017/s0033583522000117
[48]

Liu M, Weston PJ, Hurt RH. Controlling nanochannel orientation and dimensions in graphene-based nanofluidic membranes. Nat Commun 2021;12(1):507. . 10.1038/s41467-020-20837-2
[49]

Jia F, Xiao X, Nashalian A, Shen S, Yang L, Han Z, et al. Advances in graphene oxide membranes for water treatment. Nano Res 2022;15(7):6636‒54. . 10.1007/s12274-022-4273-y
[50]

Ma Q, Chu W, Nong X, Zhao J, Liu H, Du Q, et al. Local electric potential-driven nanofluidic ion transport for ultrasensitive biochemical sensing. ACS Nano 2024;18(8):6570‒8. . 10.1021/acsnano.3c12547
[51]

Pan WX, Chen L, Li WY, Ma Q, Xiang H, Ma N, et al. Scalable fabrication of ionic-conductive covalent organic framework fibers for capturing of sustainable osmotic energy. Adv Mater 2024;36(27):2401772. . 10.1002/adma.202401772
[52]

Lei D, Zhang Z, Jiang L. Bioinspired 2D nanofluidic membranes for energy applications. Chem Soc Rev 2024;53(5):2300‒25. . 10.1039/d3cs00382e
[53]

Tang J, Wang Y, Yang H, Zhang Q, Wang C, Li L, et al. All-natural 2D nanofluidics as highly-efficient osmotic energy generators. Nat Commun 2024;15(1):3649. . 10.1038/s41467-024-47915-z
[54]

Xu R, Kang Y, Zhang W, Pan B, Zhang X. Two-dimensional mxene membranes with biomimetic sub-nanochannels for enhanced cation sieving. Nat Commun 2023;14(1):4907. . 10.1038/s41467-023-40742-8
[55]

Yan PP, Chen XC, Liang ZX, Fang YP, Yao J, Lu CX, et al. Two-dimensional nanofluidic membranes with intercalated in-plane shortcuts for highperformance blue energy harvesting. Small 2023;19(4):2205003. . 10.1002/smll.202205003
[56]

Kunnas P, De Jonge N, Patterson JP. The effect of nanochannel length on in situ loading times of diffusion-propelled nanoparticles in liquid cell electron microscopy. Ultramicroscopy 2024;255:113865. . 10.1016/j.ultramic.2023.113865
[57]

Xu Y, Shinomiya M, Harada A. Soft matter-regulated active nanovalves locally self-assembled in femtoliter nanofluidic channels. Adv Mater 2016;28(11):2209‒16. . 10.1002/adma.201505132
[58]

Ohta R, Morikawa K, Tsuyama Y, Kitamori T. Relationship between bonding strength and surface roughness in low-temperature bonding of glass for micro/nanofluidic device. J Micromech Microeng 2024;34(1):017002. . 10.1088/1361-6439/ad104c
[59]

Mawatari K, Kubota S, Xu Y, Priest C, Sedev R, Ralston J, et al. Femtoliter droplet handling in nanofluidic channels: a laplace nanovalve. Anal Chem 2012;84(24):10812‒6. . 10.1021/ac3028905
[60]

Tanaka Y, Kawagishi H, Chantipmanee N, Xu Y. Fabrication of attoliter droplets based on liquid/solid interfaces in nanofluidic channels. In: Proceedings of the 26th International Conference on Miniaturized Systems for Chemistry and Life Sciences; 2022 Oct 23-7; Hangzhou, China. San Diego: The Chemical and Biological Microsystems Society; 2022. p. 851‒2.
[61]

Ronceray N, Spina M, Chou VHY, Lim CT, Geim AK, Garaj S. Elastocapillaritydriven 2D nano-switches enable zeptoliter-scale liquid encapsulation. Nat Commun 2024;15(1):185. . 10.1038/s41467-023-44200-3
[62]

Kazoe Y, Kubori S, Morikawa K, Mawatari K, Kitamori T. Characterization of pressure-driven water flows in nanofluidic channels by mass flowmetry. Anal Sci 2022;38(2):281‒7. . 10.2116/analsci.21p198
[63]

Xu Y. Bridging world-to-nanofluidics interfaces through nano-in-nano integration technology. In: Proceedings of the 2016 International Symposium on Micro-Nanomechatronics and Human Science (NHS); 2016 Nov 28-30; Nagoya, Japan. Piscataway: IEEE; 2017. p. 2474-3771. . 10.1109/mhs.2016.7824225
[64]

Xu Z, Li YK, Wang JY, Liu C, Liu JS, Chen L, et al. A novel method for fabrication of micro-nanofluidic devices and its application in trace enrichment. Chin J Anal Chem 2014;42(2):166‒72. . 10.1016/s1872-2040(13)60707-0
[65]

Sima F, Sugioka K. Ultrafast laser manufacturing of nanofluidic systems. Nanophotonics 2021;10(9):2389‒406. . 10.1515/nanoph-2021-0159
[66]

Kazoe Y, Xu Y. Advances in nanofluidics. Micromachines 2021;12(4):427. . 10.3390/mi12040427
[67]

Wu C, Lin TG, Zhan Z, Li Y, Tung SCH, Tang WC, et al. Fabrication of alltransparent polymer-based and encapsulated nanofluidic devices using nano-indentation lithography. Microsyst Nanoeng 2017;3(1):16084. . 10.1038/micronano.2016.84
[68]

Bhardwaj A, Surmani Martins MV, You Y, Sajja R, Rimmer M, Goutham S, et al. Fabrication of angstrom-scale two-dimensional channels for mass transport. Nat Protoc 2023;19(1):240‒80. . 10.1038/s41596-023-00911-x
[69]

Kamai H, Xu Y. Fabrication of ultranarrow nanochannels with ultrasmall nanocomponents in glass substrates. Micromachines 2021;12(7):775. . 10.3390/mi12070775
[70]

Xu Y, Wu Q, Shimatani Y, Yamaguchi K. Regeneration of glass nanofluidic chips through a multiple-step sequential thermochemical decomposition process at high temperatures. Lab Chip 2015;15(19):3856‒61. . 10.1039/c5lc00604j
[71]

Hong C, Ndukaife JC. Scalable trapping of single nanosized extracellular vesicles using plasmonics. Nat Commun 2023;14(1):4801. . 10.1038/s41467-023-40549-7
[72]

Xu Y, Matsumoto N, Wu Q, Shimatani Y, Kawata H. Site-specific nanopatterning of functional metallic and molecular arbitrary features in nanofluidic channels. Lab Chip 2015;15(9):1989‒93. . 10.1039/c5lc00190k
[73]

Dufils T, Schran C, Chen J, Geim AK, Fumagalli L, Michaelides A. Origin of dielectric polarization suppression in confined water from first principles. Chem Sci 2023;15(2):516. . 10.1039/d3sc04740g
[74]

Hibara A, Saito T, Kim HB, Tokeshi M, Ooi T, Nakao M, et al. Nanochannels on a fused-silica microchip and liquid properties investigation by time-resolved fluorescence measurements. Anal Chem 2002;74(24):6170‒6. . 10.1021/ac025808b
[75]

Tanaka M, Saeki Y, Hanasaki I, Kazoe Y. Effect of finite spatial and temporal resolutions on super-resolution particle tracking velocimetry for pressuredriven flow in a nanochannel. Microfluid Nanofluid 2024;28(39):1‒12. . 10.1007/s10404-024-02733-z
[76]

Xu Y, Xu B. An integrated glass nanofluidic device enabling in-situ electrokinetic probing of water confined in a single nanochannel under pressure-driven flow conditions. Small 2015;11(46):6165‒71. . 10.1002/smll.201502125
[77]

Liu S, Pu Q, Gao L, Korzeniewski C, Matzke C. From nanochannel-induced proton conduction enhancement to a nanochannel-based fuel cell. Nano Lett 2005;5(7):1389‒93. . 10.1021/nl050712t
[78]

Chinen H, Mawatari K, Pihosh Y, Morikawa K, Kazoe Y, Tsukahara T, et al. Enhancement of proton mobility in extended-nanospace channels. Angew Chem Int Ed 2012;51(15):3573‒7. . 10.1002/anie.201104883
[79]

Siddiqui SA, Farooqi MQU, Bhowmik S, Zahra Z, Mahmud MMC, Assadpour E, et al. Application of micro/nano-fluidics for encapsulation of food bioactive compounds—principles, applications, and challenges. Trends Food Sci Technol 2023;136:64‒75. . 10.1016/j.tifs.2023.03.025
[80]

Tang L, Hao Y, Peng L, Liu R, Zhou Y, Li J. Ion current rectification properties of non-Newtonian fluids in conical nanochannels. Phys Chem Chem Phys 2024;26(4):2895-906. . 10.1039/d3cp05184f
[81]

Gamble T, Decker K, Plett TS, Pevarnik M, Pietschmann JF, Vlassiouk I, et al. Rectification of ion current in nanopores depends on the type of monovalent cations: experiments and modeling. J Phys Chem C 2014;118(18):9809‒19. . 10.1021/jp501492g
[82]

Perry JM, Zhou K, Harms ZD, Jacobson SC. Ion transport in nanofluidic funnels. ACS Nano 2010;4(7):3897‒902. . 10.1021/nn100692z
[83]

Kim SJ, Ko SH, Kang KH, Han J. Direct seawater desalination by ion concentration polarization. Nat Nanotechnol 2010;5(4):297‒301. . 10.1038/nnano.2010.34
[84]

Syed A, Mangano L, Mao P, Han J, Song YA. Creating sub-50 nm nanofluidic junctions in a pdms microchip via self-assembly process of colloidal silica beads for electrokinetic concentration of biomolecules. Lab Chip 2014;14(23):4455‒60. . 10.1039/c4lc00895b
[85]

Kim SJ, Wang YC, Lee JH, Jang H, Han J. Concentration polarization and nonlinear electrokinetic flow near a nanofluidic channel. Phys Rev Lett 2007;99(4):044501.
[86]

Cao L, Xiao F, Feng Y, Zhu W, Geng W, Yang J, et al. Anomalous channel-length dependence in nanofluidic osmotic energy conversion. Adv Funct Mater 2017;27(9):1604302. . 10.1002/adfm.201604302
[87]

Yang Y, Ren YX, Chen M, Arita Y, Rosales-Guzmán C. Optical trapping with structured light: a review. Adv Photonics 2021;3(03):034001.
[88]

Chantipmanee N, Xu Y. Toward nanofluidics-based mass spectrometry for exploring the unknown complex and heterogeneous subcellular worlds. View 2023;4(1):20220036. . 10.1002/viw.20220036
[89]

Lee K, Mishra R, Kim T. Review of micro/nanofluidic particle separation mechanisms: toward combined multiple physical fields for nanoparticles. Sens Actuators A Phys 2023;363:114688.
[90]

Sano H, Kazoe Y, Ohta R, Shimizu H, Morikawa K, Kitamori T. Nanofluidic analytical system integrated with nanochannel open/close valves for enzyme-linked immunosorbent assay. Lab Chip 2023;23(4):727‒36. . 10.1039/d2lc00881e
[91]

Yin M, Alexander Kim Z, Xu B. Micro/nanofluidic-enabled biomedical devices: integration of structural design and manufacturing. Adv NanoBiomed Res 2022;2(4):2100117.
[92]

Fränzl M, Cichos F. Hydrodynamic manipulation of nano-objects by optically induced thermo-osmotic flows. Nat Commun 2022;13(1):656.
[93]

Rassaei L, Mathwig K, Kang S, Heering HA, Lemay SG. Integrated biodetection in a nanofluidic device. ACS Nano 2014;8(8):8278‒84.
[94]

Varsanik JS. Integrated optic/nanofluidic detection device with plasmonic readout. Report. Cambridge: Massachusetts Institute of Technology. 2011.
[95]

Kawagishi H, Funano S, Tanaka Y, Xu Y. Flexible glass-based hybrid nanofluidic device to enable the active regulation of single-molecule flows. Nano Lett 2023;23(6):2210‒8.
[96]

Le THH, Matsushita T, Ohta R, Shimoda Y, Matsui H, Kitamori T. Fabrication of infrared-compatible nanofluidic devices for plasmon-enhanced infrared absorption spectroscopy. Micromachines 2020;11(12):1062.
[97]

Heydari A, Khatibi M, Ashrafizadeh SN. Smart nanochannels: tailoring ion transport properties through variation in nanochannel geometry. Phys Chem Chem Phys 2023;25(39):26716‒36.
[98]

Kim YS, Dincau BM, Kwon YT, Kim JH, Yeo WH. Directly accessible and transferrable nanofluidic systems for biomolecule manipulation. ACS Sens 2019;4(5):1417‒23.
[99]

Lu YJ, Hsieh HY, Yang WF, Wu KC, Tahara H, Wei PK, et al. Co-printing of micro/nanostructures integrated with preconcentration to enhance protein detection. Microfluid Nanofluidics 2024;28(1):3.
[100]

Jiang X, Wang L, Liu S, Li F, Liu J. Bioinspired artificial nanochannels: construction and application. Mater Chem Front 2021;5(4):1610‒31.
[101]

Le THH, Shimizu H, Morikawa K. Advances in label-free detections for nanofluidic analytical devices. Micromachines 2020;11(10):885.
[102]

Yamamoto K, Morikawa K, Shimizu H, Sano H, Kazoe Y, Kitamori T. Accelerated protein digestion and separation with picoliter volume utilizing nanofluidics. Lab Chip 2022;22(6):1162‒70.
[103]

Huang Y, Liu L, Luo C, Liu W, Lou X, Jiang L, et al. Solid-state nanochannels for bio-marker analysis. Chem Soc Rev 2023;52(18):6270‒93.
[104]

Dong Y, Wang S, Zhao L, Yang J, Xu Y. Some frontier technologies for aptamers in medical applications BT-aptamers for medical applications. In: Dong Y, editor. Aptamers for medical applications. Singapore: Springer; 2021. p. 375‒403.
[105]

Seetasang S, Xu Y. Recent progress and perspectives in applications of 2-methacryloyloxyethyl phosphorylcholine polymers in biodevices at small scales. J Mater Chem B 2022;10(14):2323‒37.
[106]

Kazoe Y, Sueyoshi K, Seetasang S, Xu Y. Nanofluidic technologies for drug screening and drug delivery. In: Lamprou L, editor. Nano- and microfabrication techniques in drug delivery. Cham: Springer; 2023. p. 365‒418.
[107]

Hu YL, Cui HS, Yu CM, Wu ZQ. Nanofluidic electrochemical sensors for clinical biomarkers detection. Microchem J 2023;193:109058.
[108]

Mocciaro A, Roth TL, Bennett HM, Soumillon M, Shah A, Hiatt J, et al. Lightactivated cell identification and sorting (LACIS) for selection of edited clones on a nanofluidic device. Commun Biol 2018;1(1):41.
[109]

Sheen HJ, Panigrahi B, Kuo TR, Hsu WC, Chung PS, Xie QZ, et al. Electrochemical biosensor with electrokinetics-assisted molecular trapping for enhancing C-reactive protein detection. Biosens Bioelectron 2022;210:114338.
[110]

Yamamoto K, Ota N, Tanaka Y. Nanofluidic devices and applications for biological analyses. Anal Chem 2021;93(1):332‒49.
[111]

Bandyopadhyay S, Chakraborty S. Thermophoretically driven capillary transport of nanofluid in a microchannel. Adv Powder Technol 2018;29(4):964‒71.
[112]

Seo S, Ha D, Kim T. Evaporation-driven transport-control of small molecules along nanoslits. Nat Commun 2021;12(1):1336.
[113]

Tas NR, Haneveld J, Jansen HV, Elwenspoek M, Van Den Berg A. Capillary filling speed of water in nanochannels. Appl Phys Lett 2004;85(15):3274‒6.
[114]

Ertsgaard CT, Yoo D, Christenson PR, Klemme DJ, Oh SH. Open-channel microfluidics via resonant wireless power transfer. Nat Commun 2022;13(1):1869.
[115]

Shin JH, Kim K, Woo H, Kang IS, Kang HW, Choi WS, et al. One-directional flow of ionic solutions along fine electrodes under an alternating current electric field. R Soc Open Sci 2019;6(2):180657.
[116]

Rinne KF, Gekle S, Bonthuis DJ, Netz RR. Nanoscale pumping of water by AC electric fields. Nano Lett 2012;12(4):1780‒3.
[117]

Li D. Electroosmotic flow and electrophoresis in nanochannels. Fluid Mech Its Appl 2023;133:107‒47.
[118]

Yeo LY, Chang HC. Electrokinetically-driven microfluidics and nanofluidics [dissertation]. Cambridge: Cambridge University Press & Assessment; 2010.
[119]

Sbarra S, Waquier L, Suffit S, Lemaître A, Favero I. Optomechanical measurement of single nanodroplet evaporation with millisecond timeresolution. Nat Commun 2022;13(1):6462.
[120]

Gao P, Ma Q, Ding D, Wang D, Lou X, Zhai T, et al. Distinct functional elements for outer-surface anti-interference and inner-wall ion gating of nanochannels. Nat Commun 2018;9(1):4557.
[121]

Zhou L, Eden A, Chou KH, Huber DE, Pennathur S. Nanofluidic diodes based on asymmetric bio-inspired surface coatings in straight glass nanochannels. Faraday Discuss 2023;246:356‒69.
[122]

Kawagishi H, Kawamata S, Xu Y. Fabrication of nanoscale gas-liquid Interfaces in hydrophilic/hydrophobic nanopatterned nanofluidic channels. Nano Lett 2021;21(24):10555‒61.
[123]

Hu JJ, Jiang W, Qiao Y, Ma Q, Du Q, Jiang JH, et al. Enzyme regulating the wettability of the outer surface of nanochannels. ACS Nano 2023;17(12):11935‒45.
[124]

Wang S, Liu K, Yao X, Jiang L. Bioinspired surfaces with superwettability: new insight on theory, design, and applications. Chem Rev 2015;115(16):8230‒93.
[125]

Si Y, Dong Z. Bioinspired smart liquid directional transport control. Langmuir 2020;36(3):667‒81.
[126]

Li X, Zhang B, Wang Z, Chen Y, Guo J, Kang S, et al. Confined nano-channels incorporated with multi-quaternized cations for highly phosphoric acid retention HT-PEMS. Small 2024;20(22):2308860.
[127]

Wang Y, Yun T, Wang X, Yao B, Ye Z, Peng X. 2D nanochannels boosting ionic conductivity of zinc-ion “water-in-salt” electrolyte for wearable microsupercapacitor. Mater Today Energy 2023;36:101359.
[128]

Angeli E, Manneschi C, Repetto L, Firpo G, Valbusa U. DNA manipulation with elastomeric nanostructures fabricated by soft-moulding of a FIB-patterned stamp. Lab Chip 2011;11(15):2625‒9.
[129]

Kim S, Kim GH, Woo H, An T, Lim G. Fabrication of a novel nanofluidic device featuring ZnO nanochannels. ACS Omega 2020;5(7):3144‒50.
[130]

Tadimety A, Molinski JH, Zhang JXJ. Chapter 45—nanotechnology for molecular diagnostics. In: Coleman WB, Tsongalis GJ, editors. Diagnostic molecular pathology. New York: Academic Press; 2024. p. 731‒45.
[131]

Kudrynskyi ZR, Kerfoot J, Mazumder D, Greenaway MT, Vdovin EE, Makarovsky O, et al. Resonant tunnelling into the two-dimensional subbands of InSe layers. Commun Phys 2020;3(1):16.
[132]

Mittal S, Pathak B. Towards a graphene semi/hybrid-nanogap: a new architecture for ultrafast DNA sequencing. Nanoscale 2023;15(2):757‒67.
[133]

Zhou S, Chen K, Cole MT, Li Z, Li M, Chen J, et al. Ultrafast electron tunneling devices—from electric-field driven to optical-field driven. Adv Mater 2021;33(35):2101449.
[134]

Yu N, Liu Y, Ji B, Wang S, Chen Y, Sun T, et al. High-sensitivity microliter blood pressure sensors based on patterned micro-nanostructure arrays. Lab Chip 2020;20(9):1554‒61.
[135]

Ganzeboom TV, van Es J, Formisani L. Development of a miniature heat exchanger for mechanically pumped loop systems for active thermal control of cubesats. Report. Noordwijk: European Space Thermal Engineering Workshop; 2022.
[136]

Amin S, Khorshid A, Zeng L, Zimny P, Reisner W. A nanofluidic knot factory based on compression of single DNA in nanochannels. Nat Commun 2018;9(1):1506.
[137]

Wang C, Shi Y, Wang J, Pang J, Xia XH. Ultrasensitive protein concentration detection on a micro/nanofluidic enrichment chip using fluorescence quenching. ACS Appl Mater Interfaces 2015;7(12):6835‒41.
[138]

Postigo PA, Alvaro R, Juarros A, Merino S. Optofluidic chips with nanochannels for dynamic molecular detection using enhanced fluorescence. Biomed Opt Express 2016;7(9):3289‒98.
[139]

Xin W, Ling H, Cui Y, Qian Y, Kong XY, Jiang L, et al. Tunable ion transport in two-dimensional nanofluidic channels. J Phys Chem Lett 2023;14(3):627‒36.
[140]

Saini L, Nemala SS, Rathi A, Kaushik S, Kalon G. Selective transport of water molecules through interlayer spaces in graphite. Nat Commun 2022;13(1):498.
[141]

Wu R, Hao J, Cui Y, Zhou J, Zhao D, Zhang S, et al. Multi-control of ion transport in a field-effect iontronic device based on sandwich-structured nanochannels. Adv Funct Mater 2023;33(4):2208095.
[142]

Daiguji H. Ion transport in nanofluidic channels. Chem Soc Rev 2010;39(3):901‒11.
[143]

Qiao N, Zhang Z, Liu Z, Lu W, Li C. Ion current rectification in asymmetric nanochannels: effects of nanochannel shape and surface charge. Int J Heat Mass Transf 2023;208:124038.
[144]

Wang M, Hou Y, Yu L, Hou X. Anomalies of ionic/molecular transport in nano and sub-nano confinement. Nano Lett 2020;20(10):6937‒46.
[145]

Furukawa S, Mawatari K, Tsuyama Y, Morikawa K, Kitamori T. Nano-bubble valve. Microfluid Nanofluidics 2021;25(3):24.
[146]

Kazoe Y, Pihosh Y, Takahashi H, Ohyama T, Sano H, Morikawa K, et al. Femtoliter nanofluidic valve utilizing glass deformation. Lab Chip 2019;19(9):1686‒94.
[147]

Deng CZ, Fan YJ, Chung PS, Sheen HJ. A novel thermal bubble valve integrated nanofluidic preconcentrator for highly sensitive biomarker detection. ACS Sens 2018;3(7):1409‒15.
[148]

Miansari M, Friend JR. Acoustic nanofluidics via room-temperature lithium niobate bonding: a platform for actuation and manipulation of nanoconfined fluids and particles. Adv Funct Mater 2016;26(43):7861‒72.
[149]

Zhang N, Horesh A, Friend J. Manipulation and mixing of 200 femtoliter droplets in nanofluidic channels using MHZ-order surface acoustic waves. Adv Sci 2021;8(13):2100408.
[150]

Li N, Pang Y, Sun Z, Wang Z, Sun X, Tang T, et al. Probing the coalescence mechanism of water droplet and oil/water interface in demulsification process under DC electric field. Sep Purif Technol 2023;326:124798.
[151]

Yamamoto K, Morikawa K, Imanaka H, Imamura K, Kitamori T. Kinetics of enzymatic reactions at the solid/liquid interface in nanofluidic channels. Anal Chem 2022;94(45):15686‒94.
[152]

Yang J, Kamai H, Xu Y. A simple chemical method to nondestructively regenerate functional nanochannels for single-molecule studies. Sens Actuators B Chem 2023;393:134106.
[153]

Malloggi F, Pannacci N, Attia R, Monti F, Mary P, Willaime H, et al. Monodisperse colloids synthesized with nanofluidic technology. Langmuir 2010;26(4):2369‒73.
[154]

Kazoe Y, Ugajin T, Ohta R, Mawatari K, Kitamori T. Parallel multiphase nanofluidics utilizing nanochannels with partial hydrophobic surface modification and application to femtoliter solvent extraction. Lab Chip 2019;19(22):3844‒52.
[155]

Hartmann J, Schür MT, Hardt S. Manipulation and control of droplets on surfaces in a homogeneous electric field. Nat Commun 2022;13(1):289.
[156]

Shojaeian M, Hardt S. Mass transfer via femtoliter droplets in ping—pong mode. Phys Rev Appl 2020;13(1):014015.
[157]

Shojaeian M, Hardt S. Manipulation of single sub-femtolitre droplets via partial coalescence in a direct-current electric field. Flow 2021;1:E12.
[158]

He M, Zhou Y, Cui W, Yang Y, Zhang H, Chen X, et al. An on-demand femtoliter droplet dispensing system based on a gigahertz acoustic resonator. Lab Chip 2018;18(17):2540‒6.
[159]

Takagi Y, Kazoe Y, Morikawa K, Kitamori T. Femtoliter-droplet mass spectrometry interface utilizing nanofluidics for ultrasmall and highsensitivity analysis. Anal Chem 2022;94(28):10074-81.
[160]

KK S, Persson F, Fritzsche J, Beech JP, Tegenfeldt JO, Westerlund F. Fluorescence microscopy of nanochannel-confined DNA. In:Heller I, Dulin D, Peterman EJG,editors. Single molecule analysis. New York: Humana Press; 2023. p. 173‒98.
[161]

Yang W, Radha B, Choudhary A, You Y, Mettela G, Geim AK, et al. Translocation of DNA through ultrathin nanoslits. Adv Mater 2021;33(11):2007682.
[162]

Rothörl J, Wettermann S, Virnau P, Bhattacharya A. Knot formation of dsDNA pushed inside a nanochannel. Sci Rep 2022;12(1):5342.
[163]

Sharma R, Kk S, Holmstrom ED, Westerlund F. Real-time compaction of nanoconfined DNA by an intrinsically disordered macromolecular counterion. Biochem Biophys Res Commun 2020;533(1):175‒80.
[164]

Ma Z, Dorfman KD. Diffusion of knots along DNA confined in nanochannels. Macromolecules 2020;53(15):6461‒8.
[165]

Liu Z, Christensen SM, Capaldi X, Hosseini SI, Zeng L, Zhang Y, et al. Characterizing interaction of multiple nanocavity confined plasmids in presence of large DNA model nucleoid. Soft Matter 2023;19(34):6545‒55.
[166]

Ström OE, Beech JP, Tegenfeldt JO. High-throughput separation of long DNA in deterministic lateral displacement arrays. Micromachines 2022;13(10):1754.
[167]

Rusková R, Račko D. Knot formation on DNA pushed inside chiral nanochannels. Polymers 2023;15(20):4185.
[168]

Zeng L, Reisner WW. Mixing and demixing arising from compression of two semiflexible polymer chains in nanochannels. Eur Phys J E 2023;46(9):88.
[169]

Yu M, Hou Y, Song R, Xu X, Yao S. Tunable confinement for bridging singlecell manipulation and single-molecule DNA linearization. Small 2018;14(17):1800229.
[170]

Liu Y, Yobas L. Slowing DNA translocation in a nanofluidic field-effect transistor. ACS Nano 2016;10(4):3985-94.
[171]

Robin P, Kavokine N, Bocquet L. Modeling of emergent memory and voltage spiking in ionic transport through angstrom-scale slits. Science 2021;373(6555):687‒91.
[172]

Robin P, Emmerich T, Ismail A, Niguès A, You Y, Nam GH, et al. Long-term memory and synapse-like dynamics in two-dimensional nanofluidic channels. Science 2023;379(6628):161‒7.
[173]

Esmek FM, Erichlandwehr T, Mors DHB, Czech-Sioli M, Therre M, Günther T, et al. Real time, in-line optical mapping of single molecules of DNA. Biosens Bioelectron 2021;9:100087.
[174]

Öz R, KK S, Westerlund F. A nanofluidic device for real-time visualization of DNA-protein interactions on the single DNA molecule level. Nanoscale 2019;11(4):2071-8.
[175]

Hong C, Yang S, Ndukaife JC. Stand-off trapping and manipulation of sub-10 nm objects and biomolecules using opto-thermo-electrohydrodynamic tweezers. Nat Nanotechnol 2020;15(11):908-13.
[176]

Höller C, Schnoering G, Eghlidi H, Suomalainen M, Greber UF, Poulikakos D. On-chip transporting arresting and characterizing individual nano-objects in biological ionic liquids. Sci Adv 2021;7(27):eabd8758.
[177]

Mitra S, Basak M. Recent trends in non-reactive light driven micro/-nano propellers and rotors. Appl Mater Today 2023;31:101748.
[178]

Fernandez-Cuesta I, West MM, Montinaro E, Schwartzberg A, Cabrini S. A nanochannel through a plasmonic antenna gap: an integrated device for single particle counting. Lab Chip 2019;19(14):2394‒403.
[179]

Eberle P, Höller C, Müller P, Suomalainen M, Greber UF, Eghlidi H, et al. Single entity resolution valving of nanoscopic species in liquids. Nat Nanotechnol 2018;13(7):578‒82.
[180]

Sharma D, Lim RYH, Pfohl T, Ekinci Y. Surface-modified elastomeric nanofluidic devices for single nanoparticle trapping. Microsyst Nanoeng 2021;7:46.
[181]

Levin S, Lerch S, Boje A, Fritzsche J, KK S, Ström H, et al. Nanofluidic trapping of faceted colloidal nanocrystals for parallel single-particle catalysis. ACS Nano 2022;16(9):15206‒14.
[182]

Levin S, Fritzsche J, Nilsson S, Runemark A, Dhokale B, Ström H, et al. A nanofluidic device for parallel single nanoparticle catalysis in solution. Nat Commun 2019;10(1):4426.
[183]

Altenburger B, Andersson C, Levin S, Westerlund F, Fritzsche J, Langhammer C. Label-free imaging of catalytic H2O2 decomposition on single colloidal Pt nanoparticles using nanofluidic scattering microscopy. ACS Nano 2023;17(21):21030‒43.
[184]

Rahman M, Stott MA, Li Y, Hawkins AR, Schmidt H. Single-particle analysis with 2D electro-optical trapping on an integrated optofluidic device. Optica 2018;5(10):1311‒4.
[185]

Banterle N, Lemke EA. Nanoscale devices for linkerless long-term singlemolecule observation. Curr Opin Biotechnol 2016;39:105‒12.
[186]

Mahshid S, Ahamed MJ, Berard D, Amin S, Sladek R, Leslie SR, et al. Development of a platform for single cell genomics using convex lensinduced confinement. Lab Chip 2015;15(14):3013‒20.
[187]

Sharma D, Lim RYH, Pfohl T, Ekinci Y. Optimization of nanofluidic devices for geometry-induced electrostatic trapping. Part Part Syst Charact 2021;38(2):2000275.
[188]

Magnasco MO. Forced thermal ratchets. Phys Rev Lett 1993;71(10):1477‒81.
[189]

Prost J, Chauwin JF, Peliti L, Ajdari A. Asymmetric pumping of particles. Phys Rev Lett 1994;72(16):2652‒5.
[190]

Skaug MJ, Schwemmer C, Fringes S, Rawlings CD, Knoll AW. Nanofluidic rocking brownian motors. Science 2018;359(6383):1505‒8.
[191]

Kk S, Lin YL, Sewunet T, Wrande M, Sandegren L, Giske CG, et al. A parallelized nanofluidic device for high-throughput optical DNA mapping of bacterial plasmids. Micromachines 2021;12(10):1234.
[192]

Hong S, Moritz TJ, Rath CM, Tamrakar P, Lee P, Krucker T, et al. Assessing antibiotic permeability of gram-negative bacteria via nanofluidics. ACS Nano 2017;11(7):6959‒67.
[193]

Ahmed Taha B, Al-Jubouri Q, Chahal S, Al Mashhadany Y, Rustagi S, Chaudhary V, et al. State-of-the-art telemodule-enabled intelligent optical nano-biosensors for proficient SARS-COV-2 monitoring. Microchem J 2024;197:109774.
[194]

Shi Y, Li Z, Liu PY, Nguyen BTT, Wu W, Zhao Q, et al. On-chip optical detection of viruses: a review. Adv Photon Res 2021;2(4):2000150.
[195]

Zhou J, Zlotnick A, Jacobson SC. Disassembly of single virus capsids monitored in real time with multicycle resistive-pulse sensing. Anal Chem 2022;94(2):985‒92.
[196]

Cetin AE, Kocer ZA, Topkaya SN, Yazici ZA. Handheld plasmonic biosensor for virus detection in field-settings. Sens Actuators B Chem 2021;344:130301.
[197]

Harms ZD, Mogensen KB, Nunes PS, Zhou K, Hildenbrand BW, Mitra I, et al. Nanofluidic devices with two pores in series for resistive-pulse sensing of single virus capsids. Anal Chem 2011;83(24):9573‒8.
[198]

Mitra A, Deutsch B, Ignatovich F, Dykes C, Novotny L. Nanooptofluidic detection of single viruses and nanoparticles. ACS Nano 2010;4(3):1305‒12.
[199]

Ruiz-Vega G, Soler M, Estevez MC, Ramirez-Priego P, Pazos MD, Noriega MA, et al. Rapid and direct quantification of the SARS-COV-2 virus with an ultrasensitive nanobody-based photonic nanosensor. Sen Diagn 2022;1(1):983‒93.
[200]

Marie R, Rasmussen MK, Pedersen JN. Quantifying DNA-mediated liposome fusion kinetics with a fluidic trap. Soft Matter 2023;19(15):2815‒22.
[201]

Akgönüllü S, Çimen D, Göktürk I, Yılmaz GE, Yılmaz F, Denizli A. Chapter 12—nanodevices and nanomachines at the nanoscale biophysics. In: Denizli A, editor. Biophysics at the nanoscale. New York: Academic Press; 2023. p. 233‒61.
[202]

Liu Y, Xu C, Yu P, Chen X, Wang J, Mao L. Counting and sizing of single vesicles/liposomes by electrochemical events. ChemElectroChem 2018;5(20):2954‒62.
[203]

Paez-Perez M, Russell IA, Cicuta P, Di Michele L. Modulating membrane fusion through the design of fusogenic DNA circuits and bilayer composition. Soft Matter 2022;18(37):7035‒44.
[204]

Paramasivam G, Sanmugam A, Palem VV, Sevanan M, Sairam AB, Nachiappan N, et al. Nanomaterials for detection of biomolecules and delivering therapeutic agents in theragnosis: a review. Int J Biol Macromol 2024;254:127904.
[205]

Tamaoki D, Chantipmanee N, Kojima R, Xu Y. Elucidation of trapping behaviors of single exosomes in a nanofluidic device. In: Proceedings of the 26th International Conference on Miniaturized Systems for Chemistry and Life Sciences. 2022 Oct 23‒27; Hangzhou, China. San Diego: The Chemical and Biological Microsystems Society; 2022. p. 849‒50.
[206]

Murata K, Chantipmanee N, Oneyama C, Kojima R, Xu Y. Relative quantification of exosomes directly from original samples by nanofluidics. In: Proceedings of the 26th International Conference on Miniaturized Systems for Chemistry and Life Sciences. 2022 Oct 23‒27; Hangzhou, China. San Diego: The Chemical and Biological Microsystems Society; 2022.p. 921‒2.
[207]

Hattori Y, Shimada T, Yasui T, Kaji N, Baba Y. Micro- and nanopillar chips for continuous separation of extracellular vesicles. Anal Chem 2019;91(10):6514-21.
[208]

del Real MC, Jeanne O, Jalali M, Lu Y, Mahshid S. Nanostructured-based optical readouts interfaced with machine learning for identification of extracellular vesicles. Adv Healthc Mater 2023;12(5):2202123.
[209]

Fujiwara S, Morikawa K, Endo T, Hisamoto H, Sueyoshi K. Size sorting of exosomes by tuning the thicknesses of the electric double layers on a micronanofluidic device. Micromachines 2020;11(5):458.
[210]

Yang J, Kamai H, Wang Y, Xu Y. Nanofluidic aptamer nanoarray to enable stochastic capture of single proteins at normal concentrations. Small 2023;19(43):2301013.
[211]

Svirelis J, Adali Z, Emilsson G, Medin J, Andersson J, Vattikunta R, et al. Stable trapping of multiple proteins at physiological conditions using nanoscale chambers with macromolecular gates. Nat Commun 2023; 14(1):5131.
[212]

Zhang M, Harms ZD, Greibe T, Starr CA, Zlotnick A, Jacobson SC. In-plane, inseries nanopores with circular cross sections for resistive-pulse sensing. ACS Nano 2022;16(5):7352‒60.
[213]

Hosseini II, Liu Z, Capaldi X, Abdelfatah T, Montermini L, Rak J, et al. Nanofluidics for simultaneous size and charge profiling of extracellular vesicles. Nano Lett 2021;21(12):4895-902.
[214]

Špačková B, Klein Moberg H, Fritzsche J, Tenghamn J, Sjösten G, Šípová- Jungová H, et al. Label-free nanofluidic scattering microscopy of size and mass of single diffusing molecules and nanoparticles. Nat Methods 2022;19(6):751‒8.
[215]

Gordon R. Biosensing with nanoaperture optical tweezers. Opt Laser Technol 2019;109(5):328‒35.
[216]

Mathew S, Gordon R. Self-induced back-action for aperture trapping: betherayleigh theory. Opt Express 2023;31(26):44190‒8.
[217]

Jiang T, Yi L, Liu X, Ivanov AP, Edel JB, Tang L. Fabrication of electron tunneling probes for measuring single-protein conductance. Nat Protoc 2023;18(8):2579‒99.
[218]

Vanderpoorten O, Babar AN, Krainer G, Jacquat RPB, Challa PK, Peter Q, et al. Nanofluidic traps by two-photon fabrication for extended detection of single macromolecules and colloids in solution. ACS Appl Nano Mater 2022;5(2):1995‒2005.
[219]

Jacquat RPB, Krainer G, Peter QAE, Babar AN, Vanderpoorten O, Xu CK, et al. Single-molecule sizing through nanocavity confinement. Nano Lett 2023;23(5):1629‒36.
[220]

Yang J, Xu Y. Nano-in-nano integration technology for advanced fabrication of functional nanofluidic devices. In: Yang Z, editor. Advanced MEMS/NEMS fabrication and sensorsbt. Cham: Springer; 2021. p. 111‒32.
[221]

Lesoine JF, Venkataraman PA, Maloney PC, Dumont ME, Novotny L. Nanochannel-based single molecule recycling. Nano Lett 2012;12(6):3273‒8.
[222]

Ghosh S, Karedla N, Gregor I. Single-molecule confinement with uniform electrodynamic nanofluidics. Lab Chip 2020;20(17):3249‒57.
[223]

Zhan C, Wang G, Yi J, Wei JY, Li ZH, Chen ZB, et al. Single-molecule plasmonic optical trapping. Matter 2020;3(4):1350‒60. . 10.1016/j.matt.2020.07.019
[224]

Shi D, Zhou L, Li Z. Nanofluidic systems for ion transport with tunable surface charges: fabrications, characterizations, and applications. Front Lab a Chip Technol 2024;3:1356800.
[225]

Zhu Z, Wang D, Tian Y, Jiang L. Ion/molecule transportation in nanopores and nanochannels: from critical principles to diverse functions. J Am Chem Soc 2019;141(22):8658‒69.
[226]

Li C, Zhang Z, Li Z, Qiao N, Liu Z, Tian ZQ. Electrokinetic energy conversion in nanochannels with surface charge-dependent slip. Electrochim Acta 2023;454:142379.
AI Summary AI Mindmap
PDF (8069KB)

4561

访问

0

被引

详细
导航
相关文章

AI思维导图

/

〈 〉