宣肺败毒方通过抑制巨噬细胞中NLRP3炎症小体改善甲型流感病毒诱导的肺部炎症

刘陶 ,  徐月圆 ,  闫紫微 ,  马琳 ,  盛洪达 ,  丁明语 ,  王佳宝 ,  方青帝 ,  赵倩茹 ,  唐宇 ,  张田圆 ,  陈璐 ,  邵瑞 ,  屈彬 ,  钱景 ,  王毅 ,  张俊华 ,  郭晓欢 ,  王彧 ,  张晗

工程（英文） ›› 2025, Vol. 54 ›› Issue (11) : 233 -248.

PDF (9815KB)
工程（英文） ›› 2025, Vol. 54 ›› Issue (11) : 233 -248. DOI: 10.1016/j.eng.2025.07.039
Research

宣肺败毒方通过抑制巨噬细胞中NLRP3炎症小体改善甲型流感病毒诱导的肺部炎症

作者信息 +

Xuanfei Baidu Formula Ameliorates Influenza A Virus-Induced Lung Inflammation by Repressing the NLRP3 Inflammasome in Macrophages

Author information +
文章历史 +
PDF (10049K)

摘要

NOD样受体家族含热蛋白结构域蛋白3（NLRP3）炎症小体是一种胞内蛋白复合体，由核苷酸结合寡聚化结构域（NOD）、富亮氨酸重复序列（LRR）和热蛋白域（PYD）组成，其是调控病毒性肺炎（VP）炎症反应的关键分子。靶向NLRP3不同结合位点的小分子抑制剂正逐步进入早期临床试验阶段，但其治疗价值尚未得到充分证实。宣肺败毒方（XF）是临床上用于治疗病毒性肺炎的方剂，在脂多糖（LPS）诱导的小鼠肺损伤模型中，它可通过抑制半胱天冬酶-1，阻碍促炎型巨噬细胞的极化，从而减弱NLRP3活化。本研究证实，对于免疫功能正常的小鼠，XF可减轻其甲型流感病毒（IAV）诱导的肺部炎症及肺损伤（但对巨噬细胞耗竭的小鼠无此作用）。对IAV感染小鼠的分选肺巨噬细胞进行RNA测序后发现，XF可抑制NLRP3炎症通路的活化及白介素1β（IL-1β）的产生。通过对XF进行定量核磁共振分析，本研究成功研制出宣肺败毒复方1（XF-Comb1）——由5种生物活性成分按固定比例组成。在体外和体内巨噬细胞实验中，本研究均能重现XF抑制NLRP3活化的生物活性。值得关注的是，XF-Comb1可通过与NLRP3、含半胱天冬酶募集域的凋亡相关斑点样蛋白（ASC）和半胱天冬酶-1的功能残基发生多位点相互作用，抑制NLRP3炎症小体的组装。综上，本研究将成分复杂的中药复方转化为结构明确的生物活性成分，推动了NLRP3抑制剂的研发。

Abstract

The NOD-like receptor family pyrin domain-containing protein 3 (NLRP3) inflammasome is an intracellular protein complex containing a nucleotide-binding oligomerization domain, leucine-rich repeats, and a pyrin domain. It is a key regulator of inflammation in viral pneumonia (VP). Small-molecule inhibitors targeting various NLRP3 binding sites are advancing into early clinical trials, but their therapeutic utility is incompletely established. Xuanfei Baidu Formula (XF), clinically used for VP treatment, attenuates NLRP3 activation by hampering caspase-11 to impede polarization of pro-inflammatory macrophages in a model of lipopolysaccharide (LPS)-induced lung injury inmice. Herein, we demonstrate that XF attenuated influenza A virus (IAV)-induced lung inflammation as well as lung injury in immunocompetent (but not in macrophage-depleted) mice. RNA-sequencing of sorted lung macrophages from IAV-infected mice revealed that XF inhibited activation of the NLRP3 inflammation and interleukin (IL)-1β production. Quantitative nuclear magnetic resonance of XF enabled us to develop XF-Comb1, a fixed-ratio combination of five bioactive compounds that recapitulated the bioactivity of XF in suppressing NLRP3 activation in macrophages in vitro and in vivo. Interestingly, XF-Comb1 inhibited assembly of the NLRP3 inflammasome through multi-site interactions with functional residues of NLRP3, apoptosis-associated speck-like protein containing caspase recruitment domain (ASC), and caspase-1. Taken together, this work advances the development of NLRP3 inhibitors by translating a complex herbal formula into defined bioactive compounds.

Graphical abstract

关键词

病毒性肺炎 / 甲型流感 / 宣肺败毒方（XF） / 宣肺败毒复方1 / 巨噬细胞 / NLRP3炎症小体

Key words

Viral pneumonia / Influenza A / Xuanfei Baidu Formula (XF) / XF-Comb1 / Macrophages / NLRP3 inflammasome

引用本文

引用格式 ▾
刘陶,徐月圆,闫紫微,马琳,盛洪达,丁明语,王佳宝,方青帝,赵倩茹,唐宇,张田圆,陈璐,邵瑞,屈彬,钱景,王毅,张俊华,郭晓欢,王彧,张晗. 宣肺败毒方通过抑制巨噬细胞中NLRP3炎症小体改善甲型流感病毒诱导的肺部炎症[J]. 工程（英文）, 2025, 54(11): 233-248 DOI:10.1016/j.eng.2025.07.039

登录浏览全文

4963

注册一个新账户 忘记密码

1 引言

呼吸道病毒，尤其是甲型流感病毒（IAV）、严重急性呼吸综合征冠状病毒2型（SARS-CoV-2）及中东呼吸综合征冠状病毒[1]，会侵袭呼吸系统，引发肺炎甚至呼吸衰竭。基于60余年抗病毒药物研发经验，目前可考虑两种治疗策略[2]：其一，靶向病毒成分（如酶或入侵受体）以阻断病毒生命周期；其二，重点调节人体免疫系统，减轻宿主对病毒感染产生的有害应答，包括“细胞因子风暴”[3]。巨噬细胞活化作为主要的免疫防御机制，会引发剧烈的炎症反应[4‒6]。对支气管肺泡灌洗液（BALF）中的免疫细胞进行单细胞RNA测序的（RNA-seq）结果显示，促炎性单核细胞与巨噬细胞浸润增加是重症流感的典型特征[7‒9]。

NOD样受体家族含热蛋白结构域蛋白3（NLRP3）炎症小体作为细胞损伤的“传感器”，在炎症诱导过程中发挥关键作用[9]。该过程可引发半胱天冬酶-1（caspase-1）激活，进而促进白介素（IL）-1β/18的成熟和分泌，该过程在感染早期可能具有保护性作用[10]。然而，在IAV和SARS-CoV-2引起的严重感染中，巨噬细胞内NLRP3的过度活化可能参与细胞因子风暴和组织损伤[11]。在小鼠模型中，通过抑制炎症信号传导和细胞因子释放，阻断NLRP3活化可在病毒复制仍在继续的情况下，有效预防严重的呼吸窘迫[12]。目前已研发出多种NLRP3炎症小体小分子抑制剂，如MCC950、曲尼司特（TNL）、达泮舒腈（OLT1177）和贝纳卡森（VX-765）。但这些药物在临床试验中仍面临诸多问题，包括肝毒性、口服生物利用度差及胃肠道不良反应等。值得注意的是，这类抑制剂目前多为单一用药，尚未探究联合用药可能带来的临床疗效提升效应[13‒15]。

中药（TCM）具有多成分、多靶点的特点，中医方剂为发现新型活性化合物提提供了宝贵资源[16]。宣肺败毒方（XF）是一种经临床验证有效的中医方剂，在中国被推荐用于新型冠状病毒肺炎（COVID-19）治疗，也被证实其可减轻病毒性肺炎（VP）的严重程度[17]。此前，我们曾提出在多种实验系统中XF可抑制巨噬细胞活化、迁移和浸润，这些实验系统包括脂多糖（LPS）诱导的巨噬细胞系、LPS诱导的小鼠急性肺损伤模型及斑马鱼创伤模型[18]。此外，XF可通过抑制半胱天冬酶-1介导的促炎巨噬细胞极化，进而减轻NLRP3炎症小体活化[19]。然而，XF及其活性成分能否通过调控NLRP3炎症小体改善IAV诱导的肺炎，目前尚不明确。

本研究旨在探讨XF通过NLRP3介导的炎症通路治疗VP的潜在作用。此外，我们开发了宣肺败毒复方1（XF-Comb1）——一种基于XF设计的NLRP3抑制剂组合，可靶向多个功能残基。综上，本研究将成分复杂的中药复方转化为结构明确的生物活性成分，推动了NLRP3抑制剂的研发。

2 材料和方法

2.1 药物制备

XF由天津中医药大学组分中药国家重点实验室提供[20]。根据临床日剂量制备了XF混悬液，以低剂量（2 g∙kg-1, XFL）或高剂量（4 g∙kg-1, XFH）两个剂量作为小鼠的灌胃（i.g.）给药剂量[21]。细胞刺激实验中，将XF溶于超纯水，配置成20 mg∙mL-1的母液。

此外，本研究根据XF组分的极性和pH对其进行分离，分别采用大孔树脂分离与pH梯度萃取法。大孔树脂分离法中，将320 g XF与3.2 L水混合，回流5 min后离心，收集上清液并逐滴加入大孔树脂（HPD100；沧州宝恩吸附材料科技有限公司），随后加入pH为4的酸性水溶液，静置孵育2 h后，依次用0.01%盐酸、30%乙醇、70%乙醇、95%乙醇进行洗脱，获得4种提取物，分别命名为XF-A、XF-B、XF-C、XF-D。pH梯度萃取法中，将40 g XF溶解于2 L水中，在冰浴超声处理后，用NaOH经二氯甲烷多次萃取后，调节pH至11~12，最后收集有机相，调至酸性，命名为“XF-E”。所有制剂均经处理后获得固体粉末。实验前，将10 mg XF-A溶于100 μL的超纯水中，分别取20 mg XF-B、XF-C、XF-D及1 mg的XF-E 分别溶于1 mL二甲基亚砜（DMSO）中。

此外，我们还制备了XF-Comb1化合混合物，该混合物参照了XF-C的定量核磁共振（qNMR）结果（主要含柚皮苷、甘草酸、甘草苷、虎杖苷、大黄素，质量比分别为30.7%、4.2%、3.9%、2.6%、2.0%）。首先，将各单一化合物配制成10 mg·mL-1母液，使其浓度相当于2 mg·mL-1 XF-C中各成分的含量。随后，将35.4 μL柚皮苷、4.9 μL甘草酸、4.5 μL甘草苷、3.0 μL虎杖苷、2.3 μL大黄素混合，制得50 μL XF-Comb1溶液。最终，XF-Comb1中柚皮苷、甘草酸、甘草苷、虎杖苷、大黄素，各自成分的质量比分别为70.7%、9.7%、9.0%、6.0%、4.6%。

2.2 超高效液相色谱串联四极杆飞行时间质谱（UPLC-QTOF-MS）和定量氢NMR（qHNMR）分析

采用1290 II-6546A型UPLC-QTOF-MS（美国安捷伦科技有限公司）对各样本中的化合物成分进行分析。标准品用DMSO配制成1 mg·mL-1。XF-B、XF-C、XF-E用70%甲醇水溶液溶解，XF-D用纯甲醇溶解。取上清液，在Acquity UPLC HSS T3色谱柱（150 mm × 2.1 mm, 1.8 μm，美国沃特世公司）上进行色谱分离。流动相A为含0.1%甲酸的水溶液，流动相B为含0.1%甲酸的乙腈溶液。梯度洗脱程序如下：0~2 min，0% B；2~25 min，0%~30% B；25~35 min，30%~95% B；35~37 min，95% B。其他条件为流速0.3 mL·min-1，进样量2 μL，柱温50 ℃，紫外检测波长254 nm。质谱参数如下：扫描范围m/z为100~1500，采用负离子模式，离子源电压为-4.5 kV，温度为550 ℃。

采用AVANCE IIITM 600 MHz核磁共振波谱仪（美国布鲁克公司）进行qNMR检测与分析，以测定XF-C中各化合物的含量。将XF-C溶于500 μL DMSO d6（含10% V/V D2O）中，并加入3,5-二硝基苯甲酸甲酯作为内标。将标准品（大黄素、虎杖苷、甘草苷、甘草酸、柚皮苷）溶于DMSO d6。所有样品转移至5 mm核磁管（美国Norell公司）中。化学位移（δ）以ppm为单位，并以残留溶剂信号（1H: 2.500 ppm）为参考。采用标准qNMR参数采集谱图，弛豫延迟设为10 s，以确保所有信号达到完全定量条件。采集参数：共振频率为600 MHz，扫描次数为32次，数据点为48 000个，翻转角为30°。使用MestReNova 14.1.2（西班牙Mestrelab Research公司）进行NMR数据处理与分析。qNMR数据处理流程包括先采用温和的洛伦兹-高斯窗函数处理（线宽为-0.3 Hz，高斯因子为0.05），然后在傅里叶变换前将数据点由48 000点补零至131 000点。随后进行手动相位校正，并用五阶多项式完成基线校正。

2.3 病毒与试剂

流感病毒株[A/Puerto Rico（PR）8/34, H1N1]由清华大学基础医学院免疫学系谭旭教授提供。病毒在10日龄鸡胚内扩增和滴定，并在Madin-Darby犬肾细胞进行噬菌斑检测，测定病毒滴度[22]。

儿茶素、虎杖苷、甘草苷、柚皮苷、苦杏仁苷、异甘草苷、甘草酸、山柰酚、盐酸伪麻黄碱、盐酸麻黄碱、马鞭草苷、异毛蕊花糖苷、异夏佛塔苷、隐绿原酸、木犀草苷、大黄素、毛蕊花糖苷、柚皮素、芹菜素、异绿原酸 A/B、绿原酸、刺芒柄花素、戟叶马鞭草苷、白术内酯Ⅰ、广藿香酮、迷迭香酸、橙皮苷、烟花苷、野漆树苷、白藜芦醇标准品均购自成都德思特生物技术有限公司。NLRP3炎症小体抑制剂Cy-09（HY103666）、MCC950（HY12815）和VX-740（HY19676）购自美国MedChemExpress 公司。

小鼠实验所用IL-1β、IL-6和肿瘤坏死因子（TNF）-α酶联免疫吸附测定（ELISA）试剂盒购自美国Cloud-Clone公司。细胞刺激实验所用LPS（L2630）购自美国MilliporeSigma公司，三磷酸腺苷（ATP; S18055）购自上海源叶生物科技有限公司，细胞上清IL-1β ELISA试剂盒购自武汉博士德生物工程有限公司和美国赛默飞世尔科技公司。本研究所用抗体信息详见表1。

2.4 小鼠和体内实验

本实验方案严格遵循清华大学实验动物护理与使用委员会相关指南（F16-00228 A5916-01）。C57BL/6小鼠（体重18~20 g）购自北京维通利华实验动物技术有限公司，在无特定病原体环境[温度为(24 ± 1) ℃]条件下适应性饲养1周。

将C57BL/6小鼠随机分为4组（每组n = 6）：生理盐水组（Saline）、IAV感染组（IAV）、以及按体质量2 g∙kg-1 （IAV + XFL）和4 g∙kg-1 （IAV + XFH）剂量给予XF治疗的IAV感染组。实验采用便携式实验动物麻醉机（RWDR520，新加坡Gaia Science 公司）麻醉小鼠，经鼻滴注40 μL含PR8病毒[血球凝集素1神经氨酸酶1（H1N1），每只小鼠100空斑形成单位（PFU）]的磷酸盐缓冲液（PBS）进行感染。其中，XF-Comb1治疗及巨噬细胞清除实验与XF感染和给药方案相同，其剂量为XF临床等效剂量。巨噬细胞清除处理于病毒接种前1天及接种后2天进行，静脉内（150~200 μL）联合气管内或鼻内（50 μL）注射氯膦酸盐脂质体（40337ES08/10，上海翊圣生物科技有限公司）；对照脂质体（40338ES05/10，上海翊圣生物科技有限公司）作为对照组。

记录小鼠体重至IVA感染后第7天（7 dpi）。为检测细胞和细胞因子水平，于3 dpi处死小鼠，收集血清、BALF及肺组织。对小鼠肺组织进行苏木精-伊红（H&E）染色和免疫组化检测（取新鲜肺组织制备细胞悬液）；同时，用BALF进行ELISA检测和流式细胞术分析。

2.5 细胞和体外实验

制备小鼠腹腔巨噬细胞（PMs），给予刺激以激活NLRP3炎症小体[23]。简言之，PMs从小鼠体内分离获得，实验小鼠需提前4天注射1 mL 3%（w/V）硫乙醇酸盐流体培养基。随后，将PMs置于添加10%胎牛血清（FBS）和1%青霉素-链霉素双抗的RPMI 1640 培养基，培养环境为37 ℃、5%二氧化碳。将细胞以1 × 106 mL-1的密度接种于培养皿过夜后，先用500 ng∙mL-1 LPS预刺激5.5 h，再用2 mmol∙L-1 ATP刺激30 min。实验干预措施包括XF、XF提取物（XF-A/B/C/D/E）和XF-Comb1。刺激结束后，收集细胞培养上清液用于IL-1β的ELISA检测，同时收集细胞用于蛋白提取或免疫荧光染色。部分实验所用人外周血单个核细胞（PBMCs, PB010C；供者ID：DG23522、DS222252、DG23469）购自妙顺（上海）生物科技有限公司。

2.6 细胞组分分离和磁激活细胞分选法（MACS）富集肺组织4/80阳性（F4/80+）巨噬细胞

用PBS灌流小鼠肺组织并剪成小块，随后转入含消化液[Hank's平衡盐溶液（HBSS），含20% FBS和2.0 mg∙mL-1胶原酶D，MilliporeSigma公司]的离心管中。样本于37 ℃、180 r∙min-1摇床振荡45 min，经细胞滤网研磨过滤后，将细胞沉淀重悬于1 mL杜氏改良Eagle培养基中，并用于PercollTM梯度离心。将悬于40% Percoll溶液（MilliporeSigma公司）中的细胞加入80% Percoll溶液下层，与淋巴细胞（含80%和40% Percoll梯度）在4 ℃、2000 r∙min-1离心20 min，收集细胞用于后续实验。对分离所得细胞用MACS获取F4/80⁺巨噬细胞。在MACS过程中，用抗F4/80抗体（123106）和Dynabeads磁珠（11047）分选得到F4/80⁺细胞（分别购自美国BioLegend公司和美国赛默飞世尔科技公司）。

2.7 肺组织H&E染色和免疫组化检测

将4%多聚甲醛固定的肺组织经石蜡包埋后切片（3 μm厚）、脱蜡及水化处理。检测流程包括H&E染色及脱水，随后用正置光学显微镜（日本尼康公司）观察组织病理。免疫组化检测步骤如下：对切片进行二甲苯脱蜡和梯度水化后，切片采用柠檬酸盐缓冲液进行抗原修复，再以3% H2O2（SA1028；武汉博士德生物工程有限公司）灭活内源性过氧化物酶。切片用5%牛血清白蛋白（SA1028；武汉博士德生物工程有限公司）封闭以减少非特异性抗体结合，随后加入一抗[F4/80（28463-1-AP；美国Proteintec公司）、NLRP3（DF7438；美国Affinity Biosciences公司）、caspase-1（22915-1-AP；武汉三鹰生物技术有限公司）]进行免疫染色。用ImageJ（美国国立卫生研究院）分析染色切片图像，每张染色切片随机选取不少于5个非重叠视野，计算阳性平均面积。

2.8 流式细胞术

取小鼠肺组织制备淋巴细胞悬液（方法同MACS），用荧光素标记抗体对巨噬细胞表面分子分化簇11b+（CD11b+; 101216）和F4/80+（123108；BioLegend公司）细胞表面进行染色。用细胞活力染料（美国eBioscience公司）清除死细胞。用LSR II D324系统（美国BD Biosciences公司）完成流式细胞术分析[24]。用FlowJo（美国Tree Star公司）分选活细胞并分析巨噬细胞（CD45+Ly6G-F4/80+CD11b+），所用抗体购自BioLegend公司[25]。

2.9 实时荧光定量逆转录聚合酶链反应（RT-qPCR）

根据相应蛋白的基因序列[26]，用Primer 5.0（美国Premier Biosoft公司）设计小鼠靶基因TNF-α、IL-1β/6特定引物及内参基因3-磷酸甘油醛脱氢酶（GAPDH）

（表2）。

2.10 RNA-seq和生物信息学分析

经质控合格的肺组织或分离巨噬细胞RNA样本，在北京诺禾致源平台完成测序。用R 3.8.1（澳大利亚R统计计算学院）的“clusterProfiler”包，基于Gene Ontology数据库对差异表达基因进行富集分析，并校正基因长度偏倚。

2.11 蛋白免疫印迹（WB）和免疫共沉淀（Co-IP）

将蛋白质裂解液在上样缓冲液中于99 ℃加热10 min，用10%或15%凝胶进行十二烷基硫酸钠聚丙烯酰胺凝胶电泳分离，转印至聚偏二氟乙烯膜。用一抗结合NLRP3、含半胱天冬酶募集域的凋亡相关斑点样蛋白（ASC）、半胱天冬酶1、活化型半胱天冬酶1（cleaved-caspase-1）、IL-18、黑色素瘤缺失蛋白2（AIM2）、NOD样受体（NLR）家族含热蛋白结构域蛋白1（NLRP1）、消皮素D（GSDMD）、活化型GSDMD及GAPDH等蛋白。用辣根过氧化物酶标记的二抗结合一抗，随后用ImageJ进行灰度值分析。

细胞刺激实验中，用WB检测pro-IL-1β、NLRP3、ASC和GSDMD蛋白表达含量，用Co-IP法分析ASC与NLRP3的相互作用[23,27]。步骤如下：取小鼠PMs细胞裂解液，用ASC抗体和蛋白A/G磁珠（MedChemExpress）进行沉淀，随后通过WB分析ASC和NLRP3的表达水平。

2.12 乳酸脱氢酶（LDH）检测

用乳酸脱氢酶细胞毒性检测试剂盒（CK12；日本Dojindo Molecular Technologies公司），以酶学法检测LDH活性。用Infinite M1000PRO酶标仪（瑞士Tecan公司）在450 nm波长处测定吸光度值。细胞死亡率计算公式如下：

Percentage of cell death (%) = 100 × [(Asample - Auntreated)/

(Atotal LDH - Auntreated)]

式中，Asample为实验组LDH释放量；Atotal LDH为LDH最大释放量；Auntreated为自发LDH释放量。

2.13 ASC寡聚化和ASC斑点形成检测与分析

ASC寡聚化检测参照文献[23]进行：取小鼠PMs裂解液离心后，所得沉淀用2 mmol∙L-1双琥珀酰亚胺辛二酸酯（S1885；MilliporeSigma公司）孵育30 min。采用免疫荧光染色检测ASC斑点形成：以4%多聚甲醛固定PMs，0.1% Triton X-100室温透膜，用5%牛血清白蛋白封闭后，加入ASC一抗体孵育，再以异硫氰酸荧光素（FITC）标记的二抗处理。以Hoechst（美国Cell Signaling Technology公司）复染细胞核，通过ImageXpress Micro共聚焦显微镜（美国Molecular Devices公司）采集细胞核与ASC图像，联用ImageJ进行半定量分析。具体步骤如下：随机选取9个视野，统计细胞总数；随后计算固定视野细胞核周围ASC斑点数。含ASC斑点细胞百分比计算公式：细胞百分比（%）= 100 ×（ASC斑点数/细胞总数）。数据统计基于3次独立实验[23]。

2.14 分子对接

从蛋白质数据库（PDB）下载NLRP3（PDB编号：3QF2）、ASC（PDB编号：6KIO）和caspase- 1（PDB编号：5FNA）的三维结构，格式为pdb。同时，从PubChem 数据库下载柚皮苷、甘草酸、甘草苷、虎杖苷和大黄素的二维结构，格式为sdf。用AutoDock工具和Discovery Studio验证对接模拟，用PYMOL对结果进行可视化处理。

2.15 表面等离子共振（SPR）

用BiacoreT100系统进行表面等离子共振。将重组人NLRP3蛋白（CSB EP822275HU1；美国Cusabio Technology公司）与重组人caspase-1蛋白（HY P72117；MedChemExpress公司）固定于CM7传感芯片（28953828；美国Cytiva公司），将重组人ASC蛋白（HY P701308；MedChemExpress公司）固定于CM5传感芯片（29104988；美国Cytiva公司）。将各化合物溶于含5% DMSO的PBS基础电泳缓冲液，以不同浓度进样，流速维持在10 μL∙min-1，温度设为25 ℃。用基础电泳缓冲液冲洗每个浓度间的传感芯片。随后，在同一块芯片的不同通道固定蛋白。在相同条件下进样空白基础电泳缓冲液，获取响应值。用Biacore T100评估软件计算相互作用动力学参数和亲和力常数。

2.16 统计学分析

数据以平均值±标准差表示。除非特别说明，组间比较采用单因素方差分析（ANOVA）后接Tukey事后检验。p小于0.05视为差异具有统计学意义。用SPSS 22.0（美国IBM公司）或Prism 10.0（美国GraphPad公司）进行统计学分析。

3 结果

3.1 XF通过抑制巨噬细胞浸润改善IAV诱导的肺炎进展

为评估XF对病毒性肺炎的疗效，研究通过鼻内滴注IAV PR8株（100 PFU∙只-1）建立C57BL/6小鼠感染模型。感染后，小鼠接受XF治疗，剂量为2 g∙kg-1或4 g∙kg-1（人体等效剂量）[图1（a）]。图1（b）~（f）显示，IAV感染可导致小鼠体质量明显下降、肺泡结构破坏以及促炎细胞因子大量释放。与IAV感染组[图1（b）、（c）]相比，XF治疗组小鼠体重减轻较少，肺泡结构完整，炎性细胞浸润程度较低。同时，经XF治疗后，小鼠肺组织[图1（d）]、BALF [图1（e）]和血清[图1（f）]中TNF-α、IL-1β和IL-6水平降低。上述结果表明，XF疗效具有剂量依赖性[图1（e）、（f）]。

在病毒感染时，巨噬细胞是肺内促炎细胞因子的主要来源，包括肺泡巨噬细胞（AMs）和间质巨噬细胞（IMs）。IAV感染可诱导肺内CD45+CD11b+F4/80+巨噬细胞大量浸润，而XF治疗组小鼠浸润程度明显降低[图1（g）]。经XF治疗后，小鼠肺组织中CD45+CD11c+siglecF+ AMs数量明显减少（附录A图S1）。为证实XF的抗炎作用是否依赖巨噬细胞，进行XF治疗前，我们先对IAV感染小鼠用氯膦酸盐脂质体清除巨噬细胞[28]。遵循动物伦理“3R原则”，本研究采用4 g∙kg-1的剂量（人类等效剂量）探究巨噬细胞依赖性效应。对比XF组和生理盐水组，实验组未发现明显体重减轻或TNFα、IL1β及IL6释放的显著差异，这说明清除巨噬细胞后，XF近乎失效[图1（h）、（i）]。上述发现表明，XF可通过抑制IAV毒感染过程中的巨噬细胞浸润减轻VP。

3.2 XF治疗IAV感染小鼠关键在于调控巨噬细胞中NLRP3炎症小体相关通路

用F4/80抗体偶联磁珠分离IAV感染小鼠肺组织匀浆中的单细胞悬液[图2（a）]。与IAV组相比，XF治疗组小鼠巨噬细胞释放的TNF-α、IL-1β和IL-6较少[图2（b）]。RNA-seq结果显示，触发炎症小体组装的NLR通路显著下调[图2（c）]。NLRP3作为目前研究最为广泛的炎症小体组分，能与ASC和pro-caspase-1形成复合物，促进caspase-1裂解及IL-1β、IL-18分泌[29]。分离的巨噬细胞[图2（d）]和IAV感染肺组织[图2（e）]的WB结果表明，XF治疗可抑制NLRP3活化并降低IL-18水平。免疫组化结果进一步证实肺组织中F4/80、NLRP3和caspase-1阳性细胞数量减少[图2（f）]。以上数据表明，XF可抑制NLRP3介导的炎症小体活化，最终减少促炎细胞因子的生成，由此改善IAV感染小鼠的治疗结果。

3.3 XF抑制巨噬细胞中NLRP3炎症小体的组装

NLRP3活化包括两个阶段：预刺激阶段[LPS诱导核因子κB（nuclear factor kappa-B, NF-κB）活化]和激活阶段（ATP等刺激物介导炎症小体组装）[30]。NLRP3炎症小体复合物的形成促使pro-caspase-1裂解转化为活性caspase-1。活性caspase-1进一步裂解pro-IL-1β和GSDMD，分别生成成熟IL-1β和GSDMD-N端片段（GSDMD-N）。最终，GSDMD-N在细胞膜上形成孔道，释放IL-1β并引发NLRP3依赖性细胞死亡/焦亡。前期研究证实，XF可通过抑制NF-κB信号通路降低NLRP3活化[19]。在此，本研究将进一步探讨XF对NLRP3炎症小体组装的作用。

经LPS预激活的巨噬细胞被ATP进一步激活。实验检测了LDH与IL-1β生成、GSDMD裂解、ASC寡聚化、ASC斑点形成以及ASC与NLRP3的相互作用。XF以浓度依赖性方式抑制NLRP3依赖性细胞死亡[图3（a）]、IL-1β生成[图3（b）]、GSDMD裂解[图3（c）]、ASC斑点形成[图3（d）、（e）]、ASC寡聚化[图3（f）]以及ASC与NLRP3的相互作用[图3（g）]。因此，XF除在预刺激阶段抑制NF-κB信号通路外[19]，还可在激活阶段干扰巨噬细胞内NLRP3复合物组装，最终减少NLRP3依赖性细胞死亡。

3.4 XF-Comb1抑制NLRP3炎症小体活化

为明确XF的活性成分，本研究采用原药材组分制备、生物活性评价和qNMR联合分析策略[图4（a）]。根据极性和pH差异，分离XF的5个原药材组分：XF-A（多糖类）、XF-B/C/D（酚酸类、黄酮类及多萜类）和XF-E（生物碱类）。MS显示各组分的特征化合物，XF-B中检出马鞭草苷、戟叶马鞭草苷、毛蕊花糖苷、绿原酸及苦杏仁苷；XF-C中检出马鞭草苷、甘草苷、异毛蕊花糖苷、野漆树苷、异甘草苷、甘草酸、毛蕊花糖苷、苦杏仁苷、虎杖苷、柚皮苷、白藜芦醇及大黄素；XF-D中检出甘草酸、刺芒柄花素、芹菜素、山柰酚、柚皮苷、柚皮素及大黄素；XF-E中检出盐酸麻黄碱与麻黄碱（附录A图S2）。本研究对所有原药材组分进行抗NLRP3炎症小体活化活性检测。尽管XF-B/C/D均表现出一定抑制作用，但XF-C以浓度依赖性方式显示出最强的NLRP3活性抑制[图4（b）]。通过qNMR进一步分析XF-C，共鉴定出5个主要成分：大黄素、虎杖苷、甘草苷、甘草酸及柚皮苷[图4（c）]，其在XF-C中的质量比分别为30.7%、4.2%、3.9%、2.6%和2.0% [图4（d）]。据此，将上述5种化合物按70.7%∶9.7%∶9.0%∶6.0%∶4.6%的固定质量比构建得到XF-Comb1 [图4（e）]。XF-Comb1可显著抑制IL-1β生成，表明其在调控NLRP3炎症小体通路方面的生物学活性与XF-C相当[图4（f）]。进一步地，采用3名供体来源的PBMC进行验证，XF-Comb1对其IL-1β生成的抑制作用呈一致趋势。综上，XF-Comb1在小鼠及人源巨噬细胞中均能有效抑制NLRP3依赖性炎症[图4（g）]。

3.5 XF-Comb1各成分共同抑制NLRP3炎症小体

为阐明XF-Comb1对NLRP3的调控作用，本研究用分子对接技术直观分析并预测XF-Comb1与NLRP3、ASC和caspase-1的相互作用（图5、附录A表S1）。附录A表S2列出了相互作用的具体区域与氨基酸位点。除富亮氨酸重复序列（LRR）结构域外，本研究对NLRP3所有结构域进行了结合预测分析。结果显示，每个结构域均可与XF-Comb1中的一种或多种化合物发生相互作用（附录A表S2）。值得注意的是，虎杖苷结合于鱼类特异性核苷酸结合寡聚化结构域（NACHT）相关（FISNA）结构域的ASN155，该位点于复合物圆盘中心附近，对圆盘组装至关重要[图5（a）、表S2]。此外，FISNA-核苷酸结合结构域（NBD）-螺旋结构域1（HD1）和翼螺旋结构域（WHD）-HD2-LRR模块的旋转构造，是NLRP3在活化与非活化状态间转换的关键[31]。柚皮苷和虎杖苷亦可结合于WHD结构域的GLN550位点（表S2）。已有研究证实，ASN155和GLN550残基对炎症小体组装具有关键作用[31]。甘草酸和甘草苷对热蛋白结构域（PYD）表现出结合亲和力[图5（a）、表S2]。ASC衔接蛋白包含N端PYD结构域和C端CARD结构域，柚皮苷和甘草苷可分别结合于ASC-PYD和ASC-CARD结构域[图5（b）]。对于caspase-1，柚皮苷、甘草苷及大黄素对CARD结构域和半胱天冬酶结构域均具有结合亲和力[图5（c）]。

SPR是一种高灵敏度方法，用于无标记检测生物分子相互作用[32]。SPR证实，XF-Comb1可与NLRP3结合，其中虎杖苷的解离常数（KD）为18.7 μmol∙L-1，甘草酸的KD为46.2 μmol∙L-1 [图5（d）]。此外，柚皮苷（KD = 2.8 μmol∙L-1）和甘草苷（KD = 29.2 μmol∙L-1）可与ASC结合[图5（e）]。XF-Comb1对caspase-1亦具有较高结合亲和力，其中柚皮苷的KD为7.3 μmol∙L-1，大黄素的KD为36.6 μmol∙L-1 [图5（f）]。XF-Comb1的结合亲和力与阳性对照相当，提示存在较强相互作用（附录A图S3）。以上结果表明，XF-Comb1可通过与多个功能残基相互作用，抑制NLRP3炎症小体活化[图5（g）]。

3.6 XF-Comb1治疗缓解小鼠流感相关肺炎

为评价XF-Comb1的治疗潜力，本研究对IVA感染及病毒性肺炎的小鼠进行XF-Comb1治疗[图6（a）]。XF-Comb1治疗可减轻小鼠体重下降[图6（b）]、肺组织损伤[图6（c）]及促炎细胞因子（TNF-α、IL-1β、IL-6）生成[图6（d）~（f）]的症状，并减少肺组织中CD11b+F4/80+巨噬细胞浸润[图6（g）]。上述作用与XF疗效一致（图1），证实XF-Comb1可通过靶向巨噬细胞相关炎症治疗VP。

4 讨论

VP对人类健康构成严重威胁[33‒34]。国家卫生健康委员会已将XF及其活性成分列为治疗COVID-19的一线中医方剂[35‒36]。XF可通过形成氢键抑制SARS-CoV-2主蛋白酶（Mpro）的活性[37]，并缓解小鼠由LPS或博来霉素诱导的肺部炎症[18,38]。在寒湿状态下，XF对冠状病毒[39]及H1N1流感病毒诱导的肺炎[40]亦具疗效。本研究发现，XF及其衍生化合物混合物（XF-Comb1）均可缓解IAV感染小鼠的体质量下降与肺组织病理损伤。相较于抗病毒药物或抗生素在选择性和安全性方面的局限性，XF凭借其广谱抗病原体作用展现出潜在优势。因此，XF可作为免疫调节剂，在未来应对新发病毒及其他病原体感染中发挥作用。

病原体感染过程中的关键挑战是在有效清除病原体与保护组织功能之间维持平衡。强烈的固有免疫应答对快速清除病原体至关重要，但亦可引发剧烈炎症反应，进而损伤组织功能[41]。在先前用LPS或博来霉素诱导的小鼠模型中，我们发现XF可通过抑制以下通路实现这种平衡：IL-6/信号转导与转录激活因子3（STAT3）、程序性死亡受体1（PD-1）/IL-17A、NF-κB、丝裂原活化蛋白激酶（MAPK）、Toll样受体7/8-髓样分化因子88（TLR7/8-MyD88）和Toll样受体3-TIR结构域接头蛋白诱导干扰素β（TLR3-TRIF）通路，从而抑制巨噬细胞介导的免疫应答[18‒19,26,37,42‒43]。既往研究表明，XF可显著缓解IAV引发的炎症反应，抑制促炎细胞因子（TNF-α、IL-1β、IL-6）释放，并减轻肺组织损伤（而非巨噬细胞耗竭）。以上数据进一步证明，XF在体内的药理作用直接依赖于巨噬细胞。

作为IAV感染早期的关键介导分子，NLRP3炎症小体可“感知”细胞内稳态紊乱并发生寡聚化，进而招募衔接蛋白ASC。随后ASC寡聚形成螺旋状纤维结构，募集pro-caspase-1。活化后的caspase-1可将pro-IL-1β与pro-IL-18裂解为具有促炎活性的成熟形式[44]。与本研究结果一致，此前在LPS诱导的细胞因子释放模型中已证实，XF可通过抑制NF-κB信号通路减弱NLRP3活化[19]。由此，研究显示XF可通过干预NLRP3信号通路改善IAV诱导的过度炎症反应，表现为肺组织与巨噬细胞中IL-1β生成显著减少，同时NLRP3、ASC和caspase-1表达降低。值得注意的是，本研究明确证实，XF可阻断NLRP3/ASC/pro-caspase-1复合物的组装，而该过程对pro-caspase-1裂解及后续IL-1β释放至关重要。有研究表明，NLRP3的激活是导致IAV和COVID-19引发肺炎及伴随组织损伤的原因[45]。因此，本研究发现XF可在巨噬细胞中同时靶向NLRP3活化的预激化阶段与复合物组装阶段，从而缓解IAV感染性肺炎，这为XF用于治疗其他NLRP3炎症小体相关肺炎提供全新依据。

此外，本研究还探讨了XF对AIM2、NLRP1等其他炎症小体的作用。在IAV感染小鼠肺组织中，AIM2和NLRP1的表达无显著变化，但XF可降低AIM2活化巨噬细胞中IL-1β的表达（附录A图S4）。因此，尽管XF具有广谱抗炎活性，其主要通过抑制巨噬细胞中的NLRP3炎症小体来改善IAV诱导的肺部炎症。

XF由13味中药材组成。近年来，研究者们致力于筛选其治疗炎症性疾病的活性成分，研究包括其化学成分、药代动力学及组织分布[38]。此外，通过多模态高通量筛选已证实，虎杖苷、异甘草苷、毛蕊花糖苷是抑制TLR2/TLR3双激活巨噬细胞的活性成分，而麻黄碱、白术内酯、山柰酚可抑制LPS损伤斑马鱼模型中的巨噬细胞迁移[46]。

本研究还采用一种策略，对XF中发挥抗NLRP3活性的有效成分进行验证。我们制备了5类粗提物，分别富集多糖（XF-A）、黄酮类（XF-B/C/D）和生物碱（XF-E），约占XF总质量的50%。基于最有效的组分XF-C qNMR结果，我们构建了由柚皮苷、甘草酸、甘草苷、虎杖苷和大黄素组成的XF-Comb1。体外及体内活性检测表明，XF-Comb1可显著抑制NLRP3活化，这为其在治疗IAV感染所致病毒性肺炎的疗效提供了依据。综上，原药材组分制备、活性导向筛选与qNMR相结合的策略，可高效鉴定复杂中药复方中的活性成分，并用于构建衍生组合物。

鉴于NLRP3在促进病毒性肺炎进展中的作用，尽管已有五家制药公司启动了针对NLRP3特异性抑制剂的临床试验，但大多数研究结果尚未发表[47]。已有研究记录了多种直接针对NLRP3特定组分的小分子化合物。NACHT结构域使NLRP3能够寡聚化，并包含一个ATP水解核苷酸结合位点，该位点对NLRP3的功能至关重要，因为Walker A位点的突变会抑制信号传导[48]。许多小分子化合物会干扰NLRP3中的ATP水解[47]。PYD和CARD结构域促进蛋白质相互作用，PYD与ASC的PYD结构域结合，而CARD则招募前体caspase-1，形成激活caspase-1并进而激活前体IL-1β的胞质复合物[49]。NLRP3抑制剂在众多临床前疾病模型中显示出应用前景，但由于NLRP3具有复杂多样的结合位点，将这些结果转化为有效的临床疗法仍面临挑战。在此，我们提出了XF-Comb1——一种源自临床应用的中药方剂，它能结合NLRP3炎性小体的多种位点，从而协同抑制其活化和组装。值得注意的是，我们仅通过分子对接和SPR技术就识别出了XF-Comb1与NLRP3炎性小体之间的多个结合位点，且XF-Comb1中各单体化合物的结合亲和力低于小分子药物CY-09、MCC950和VX740。因此，必须通过冷冻电镜和结合位点残基突变分析，进一步阐明XF-Comb1如何特异性锁定NLRP3并使其维持非活化状态。该机制可抑制ATP水解、减少炎症小体组装、阻碍酶原pro-caspase-1的募集，最终使NLRP3炎症小体失活。本研究策略推动了从复杂复方中开发NLRP3抑制剂并明确其活性成分的进程，弥补了单一化合物靶向复杂NLRP3炎症小体复合物的局限性。为提升临床转化价值，未来我们将进一步在人源细胞、人源化小鼠及患者来源类器官中验证XF及XF-Comb1的作用，而不仅局限于小鼠模型。受限于现有研究，我们期待开展跨学科合作，实现从“基础研究到临床应用”的转化突破。

5 结论

XF可通过抑制巨噬细胞中NLRP3炎症小体的活化，缓解IAV诱导的小鼠肺部炎症。本研究首次证实，XF-Comb1（5种化学成分按固定比例组成的特定混合物）可在NLRP3/ASC/pro-caspase-1复合物组装过程中靶向作用多个结合位点，发挥抑制NLRP3炎症小体活化的生物学活性。本研究表明，作为靶向NLRP3的治疗方案，XF-Comb1是一种具有临床转化价值、极具前景的候选药物。本研究以原药材组分制备、活性导向筛选、qNMR辅助检测相结合的策略，为识别中药复方中的多种生物活性成分，以及研制用于临床的新型中药复方多组分药物，提供了一套有效的方案。

参考文献

原文顺序 | 出版日期 | 本文引用
[1]

Petersen E, Koopmans M, Go U, Hamer DH, Petrosillo N, Castelli F, et al. Comparing SARS-CoV-2 with SARS-CoV and influenza pandemics. Lancet Infect Dis 2020;20(9):e238‒44. . 10.1016/s1473-3099(20)30484-9
[2]

SHE Kaufmann, Dorhoi A, Hotchkiss RS, Bartenschlager R. Host-directed therapies for bacterial and viral infections. Nat Rev Drug Discov 2018;17(1):35‒56. . 10.1038/nrd.2017.162
[3]

Li G, Hilgenfeld R, Whitley R, De Clercq E. Therapeutic strategies for COVID-19: progress and lessons learned. Nat Rev Drug Discov 2023;22(6):449‒75. . 10.1038/s41573-023-00672-y
[4]

Barry R, John SW, Liccardi G, Tenev T, Jaco I, Chen CH, et al. SUMO-mediated regulation of NLRP3 modulates inflammasome activity. Nat Commun 2018;9(1):3001. . 10.1038/s41467-018-05321-2
[5]

Bhattacharyya S, Brown DE, Brewer JA, Vogt SK, Muglia LJ. Macrophage glucocorticoid receptors regulate Toll-like receptor 4-mediated inflammatory responses by selective inhibition of p38 MAP kinase. Blood 2007;109(10):4313‒9. . 10.1182/blood-2006-10-048215
[6]

Eren RO, Reverte M, Rossi M, Hartley MA, Castiglioni P, Prevel F, et al. Mammalian innate immune response to a leishmania-resident RNA virus increases macrophage survival to promote parasite persistence. Cell Host Microbe 2016;20(3):318‒28. . 10.1016/j.chom.2016.08.001
[7]

Tate MD, Ong JDH, Dowling JK, McAuley JL, Robertson AB, Latz E, et al. Reassessing the role of the NLRP3 inflammasome during pathogenic influenza A virus infection via temporal inhibition. Sci Rep 2016;6:27912. . 10.1038/srep27912
[8]

Ong JD, Mansell A, Tate MD. Hero turned villain: NLRP3 inflammasome-induced inflammation during influenza A virus infection. J Leukoc Biol 2017;101(4):863‒74. . 10.1189/jlb.4mr0616-288r
[9]

Niu J, Meng G. Roles and mechanisms of NLRP3 in influenza viral infection. Viruses 2023;15(6):1339. . 10.3390/v15061339
[10]

Liu H, You L, Wu J, Zhao M, Guo R, Zhang H, et al. Berberine suppresses influenza virus-triggered NLRP3 inflammasome activation in macrophages by inducing mitophagy and decreasing mitochondrial ROS. J Leukoc Biol 2020;108(1):253‒66. . 10.1002/jlb.3ma0320-358rr
[11]

Ratajczak MZ, Kucia M. SARS-CoV-2 infection and overactivation of NLRP3 inflammasome as a trigger of cytokine “storm” and risk factor for damage of hematopoietic stem cells. Leukemia 2020;34(7):1726‒9. . 10.1038/s41375-020-0887-9
[12]

Sefik E, Qu RH, Junqueira C, Kaffe E, Mirza H, Zhao J, et al. Inflammasome activation in infected macrophages drives COVID-19 pathology. Nature 2022;606(7914):585. . 10.1038/s41586-022-04802-1
[13]

Ma Q. Pharmacological inhibition of the NLRP3 inflammasome: structure, molecular activation, and inhibitor‒NLRP3 interaction. Pharmacol Rev 2023;75(3):487‒520. . 10.1124/pharmrev.122.000629
[14]

Li N, Zhang R, Tang M, Zhao M, Jiang X, Cai X, et al. Recent progress and prospects of small molecules for NLRP3 inflammasome inhibition. J Med Chem 2023;66(21):14447‒73. . 10.1021/acs.jmedchem.3c01370
[15]

Ye T, Tao WY, Chen XY, Jiang C, Di B, Xu LL. Mechanisms of NLRP3 inflammasome activation and the development of peptide inhibitors. Cytokine Growth Factor Rev 2023;74:1‒13. . 10.1016/j.cytogfr.2023.09.007
[16]

Huang K, Zhang P, Zhang ZH, Youn JY, Wang C, Zhang HC, et al. Traditional Chinese medicine (TCM) in the treatment of COVID-19 and other viral infections: efficacies and mechanisms. Pharmacol Ther 2021;225:107843. . 10.1016/j.pharmthera.2021.107843
[17]

Lyu M, Fan G, Xiao G, Wang T, Xu D, Gao J, et al. Traditional Chinese medicine in COVID-19. Acta Pharm Sin B 2021;11(11):3337‒63. . 10.1016/j.apsb.2021.09.008
[18]

Zhao L, Liu H, Wang Y, Wang S, Xun D, Wang Y, et al. Multimodal identification by transcriptomics and multiscale bioassays of active components in Xuanfeibaidu Formula to suppress macrophage-mediated immune response. Engineering 2023;20:63‒76. . 10.1016/j.eng.2021.09.007
[19]

Li Z, Pan H, Yang J, Chen D, Wang Y, Zhang H, et al. Xuanfei Baidu Formula alleviates impaired mitochondrial dynamics and activated NLRP3 inflammasome by repressing NF-κB and MAPK pathways in LPS-induced ALI and inflammation models. Phytomedicine 2023;108:154545. . 10.1016/j.phymed.2022.154545
[20]

Yan HM, Lu J, Wang JB, Chen L, Wang Y, Li L, et al. Prevention of cyclophosphamide-induced immunosuppression in mice with traditional Chinese medicine Xuanfei Baidu decoction. Front Pharmacol 2021;12:730567. . 10.3389/fphar.2021.730567
[21]

Jiang Y, He Q, Zhang TQ, Xiang W, Long ZY, Wu SW. Exploring the mechanism of Shengmai Yin for coronary heart disease based on systematic pharmacology and chemoinformatics. Biosci Rep 2020;40(6):BSR20200286. . 10.1042/bsr20200286
[22]

Marois I, Cloutier A, Garneau E, Richter MV. Initial infectious dose dictates the innate, adaptive, and memory responses to influenza in the respiratory tract. J Leukoc Biol 2012;92(1):107‒21. . 10.1189/jlb.1011490
[23]

Li Y, Sheng H, Yan Z, Guan B, Qiang S, Qian J, et al. Bilirubin stabilizes the mitochondrial membranes during NLRP3 inflammasome activation. Biochem Pharmacol 2022;203:115204. . 10.1016/j.bcp.2022.115204
[24]

Yang RB, Liao Y, Wang LF, He P, Hu YJ, Yuan DY, et al. Exosomes derived from M2b macrophages attenuate DSS-induced colitis. Front Immunol 2019;10:02346. . 10.3389/fimmu.2019.02346
[25]

He Y, Fu L, Li Y, Wang W, Gong M, Zhang J, et al. Gut microbial metabolites facilitate anticancer therapy efficacy by modulating cytotoxic CD8+ T cell immunity. Cell Metab 2021;33(5):988‒1000.e1007. . 10.1016/j.cmet.2021.03.002
[26]

Wang YY, Sang XQ, Shao R, Qin HL, Chen XH, Xue ZF, et al. Xuanfei Baidu decoction protects against macrophages induced inflammation and pulmonary fibrosis via inhibiting IL-6/STAT3 signaling pathway. J Ethnopharmacol 2022;283:114701. . 10.1016/j.jep.2021.114701
[27]

Li YF, Sheng HD, Qian J, Wang Y. The Chinese medicine babaodan suppresses LPS-induced sepsis by inhibiting NLRP3-mediated inflammasome activation. J Ethnopharmacol 2022;292:115205. . 10.1016/j.jep.2022.115205
[28]

Yu X, Du Y, Cai C, Cai B, Zhu M, Xing C, et al. Inflammasome activation negatively regulates MyD88‒IRF7 type I IFN signaling and anti-malaria immunity. Nat Commun 2018;9(1):4964. . 10.1038/s41467-018-07384-7
[29]

Swanson KV, Deng M, Ting JPY. The NLRP3 inflammasome: molecular activation and regulation to therapeutics. Nat Rev Immunol 2019;19(8):477‒89. . 10.1038/s41577-019-0165-0
[30]

Malik A, Kanneganti TD. Inflammasome activation and assembly at a glance. J Cell Sci 2017;130(23):3955‒63. . 10.1242/jcs.207365
[31]

Xiao L, Magupalli VG, Wu H. Cryo-EM structures of the active NLRP3 inflammasome disc. Nature 2023;613(7944):595‒600. . 10.1038/s41586-022-05570-8
[32]

Kick A, Bonsch M, Katzschner B, Voigt J, Herr A, Brabetz W, et al. DNA microarrays for hybridization detection by surface plasmon resonance spectroscopy. Biosens Bioelectron 2010;26(4):1543‒7. . 10.1016/j.bios.2010.07.108
[33]

Braciale TJ, Sun J, Kim TS. Regulating the adaptive immune response to respiratory virus infection. Nat Rev Immunol 2012;12(4):295‒305. . 10.1038/nri3166
[34]

Sun J, Braciale TJ. Role of T cell immunity in recovery from influenza virus infection. Curr Opin Virol 2013;3(4):425‒9. . 10.1016/j.coviro.2013.05.001
[35]

Jia K, Li Y, Liu T, Gu X, Li X. New insights for infection mechanism and potential targets of COVID-19: three Chinese patent medicines and three Chinese medicine formulas as promising therapeutic approaches. Chin Herb Med 2023;15(2):157‒68. . 10.1016/j.chmed.2022.06.014
[36]

Xiong WZ, Wang G, Du J, Ai W. Efficacy of herbal medicine (Xuanfei Baidu decoction) combined with conventional drug in treating COVID-19: a pilot randomized clinical trial. Integr Med Res 2020;9(3):100489. . 10.1016/j.imr.2020.100489
[37]

Zhang M, Liu L, Zhao Y, Cao Y, Zhu Y, Han L, et al. Discovery and evaluation of active compounds from Xuanfei Baidu Formula against COVID-19 via SARS-CoV-2 Mpro . Chin Med 2023;18(1):94. . 10.1186/s13020-023-00790-0
[38]

Wang Y, Wang X, Li Y, Xue Z, Shao R, Li L, et al. Xuanfei Baidu decoction reduces acute lung injury by regulating infiltration of neutrophils and macrophages via PD-1/IL17A pathway. Pharmacol Res 2022;176:106083. . 10.1016/j.phrs.2022.106083
[39]

Zhao Q, Zhao R, Geng Z, Bao L, Guo S, Wang Y, et al. Xuanfei Baidu granule alleviates coronavirus-induced pneumonia in low-temperature and high-humidity environments. Acupunct Herb Med 2023;3(3):200‒6. . 10.1097/hm9.0000000000000068
[40]

Yuan Y, Ma L, Zhao Q, Zhao R, Fang Q, Wang Y. The mechanism of Xuanfei Baidu granules to treat influenza virus pneumonia under cold and high humidity condition by increasing T cells. Tianjin J Tradit Chin Med 2024;41(10):1309‒14. Chinese.
[41]

Flerlage T, Boyd DF, Meliopoulos V, Thomas PG, Schultz-Cherry S. Influenza virus and SARS-CoV-2: pathogenesis and host responses in the respiratory tract. Nat Rev Microbiol 2021;19(7):425‒41. . 10.1038/s41579-021-00542-7
[42]

Liu L, Ma L, Liu H, Zhao F, Li P, Zhang J, et al. Targeted discovery of gut microbiome-remodeling compounds for the treatment of systemic inflammatory response syndrome. mSystems 2024;9(10):e0078824. . 10.1128/msystems.00788-24
[43]

Ximeng LI, Yuan K, Wenjing LI, Zhuangzhuang L, Zhenlu XU, Xiaoyu Z, et al. Comparing the effects of three decoctions for coronavirus disease 2019 on severe acute respiratory syndrome coronavirus 2-related toll-like receptors-mediated inflammations. J Tradit Chin Med 2023;43(1):51‒9.
[44]

Christgen S, Place DE, Kanneganti TD. Toward targeting inflammasomes: insights into their regulation and activation. Cell Res 2020;30(4):315‒27. . 10.1038/s41422-020-0295-8
[45]

Hartshorn KL. Innate immunity and influenza A virus pathogenesis: lessons for COVID-19. Front Cell Infect Microbiol 2020;10:563850. . 10.3389/fcimb.2020.563850
[46]

Zhao F, Yang Z, Wang N, Jin K, Luo Y. Traditional Chinese medicine and western medicine share similar philosophical approaches to fight COVID-19. Aging Dis 2021;12(5):1162‒8. . 10.14336/ad.2021.0512
[47]

Coll RC, Schroder K, Pelegrin P. NLRP3 and pyroptosis blockers for treating inflammatory diseases. Trends Pharmacol Sci 2022;43(8):653‒68. . 10.1016/j.tips.2022.04.003
[48]

Guo P, Driver D, Zhao Z, Zheng Z, Chan C, Cheng X. Controlling the revolving and rotating motion direction of asymmetric hexameric nanomotor by arginine finger and channel chirality. ACS Nano 2019;13(6):6207‒23. . 10.1021/acsnano.8b08849
[49]

Rock KL, Latz E, Ontiveros F, Kono H. The sterile inflammatory response. Annu Rev Immunol 2010;28:321‒42. . 10.1146/annurev-immunol-030409-101311

AI Summary AI Mindmap
PDF (9815KB)

Supplementary files

Supplementary file for ENG-D-25-00304

3198

访问

0

被引

详细
导航
相关文章

AI思维导图

/

〈 〉