淫羊藿素靶向调控PRDX1-MAPK信号轴改善化疗后间充质干细胞的造血支持功能

黄鹏里 ,  景锐 ,  张文丹 ,  夏均 ,  栾鑫 ,  叶霁 ,  田赛赛 ,  张豪 ,  王群 ,  蒋红红 ,  伍宁波 ,  许梦婷 ,  郑广勇 ,  陆冬 ,  钱菲 ,  程涛 ,  元唯安 ,  刘峰 ,  刘三宏 ,  张卫东

工程（英文） ›› 2025, Vol. 54 ›› Issue (11) : 284 -301.

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工程（英文） ›› 2025, Vol. 54 ›› Issue (11) : 284 -301. DOI: 10.1016/j.eng.2025.08.019
Research

淫羊藿素靶向调控PRDX1-MAPK信号轴改善化疗后间充质干细胞的造血支持功能

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Icaritin Improves the Hematopoiesis-Supportive Function of MSCs via A PRDX1–MAPK Axis After Chemotherapy

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摘要

缓解化疗所致的骨髓抑制是持续有效抗癌治疗的重要组成部分。尽管造血微环境在调控造血干/祖细胞（HSPCs）中的作用已被广泛研究，但目前尚无通过靶向调控造血微环境来改善造血功能的药物应用于临床。本研究显示，来自中药淫羊藿的活性小分子淫羊藿素（ICT）能在小鼠和斑马鱼模型中有效缓解化疗导致的血细胞减少。本研究证实ICT可提升HSPCs的数量和造血功能，且这种有益作用是通过间接方式实现的。单细胞测序分析证明ICT在骨髓微环境中的靶细胞为间充质干细胞（MSCs）。此外，研究鉴定出过氧化物还原酶1（PRDX1）是ICT的直接作用靶点。ICT通过PRDX1-活性氧（ROS）-丝裂原活化蛋白激酶（MAPK）信号轴刺激MCSs表达效应分子C-X-C基序趋化因子配体12（CXCL12），从而增加HSPCs并改善其数量并改善其功能。研究结果表明，ICT是一种有望通过靶向调控造血微环境来恢复化疗后造血功能的化合物。

Abstract

The alleviation of chemotherapy-induced myelosuppression is an integral part of sustained and effective cancer therapy. Although the role of the hematopoietic microenvironment in the regulation of hematopoietic stem/progenitor cells (HSPCs) has been widely studied, no drugs that improve hematopoiesis by targeting and modulating the hematopoietic microenvironment have been used clinically. Here, we show that the active small molecule icaritin (ICT) from the Chinese herb Epimedium brevicornum Maxim effectively alleviates chemotherapy-induced hemocytopenia in both mouse and zebrafish models. We demonstrated that ICT enhanced the number and hematopoietic function of HSPCs and that the beneficial effects of ICT occurred indirectly. Single-cell sequencing analysis confirmed that the target cells of ICT in the bone marrow microenvironment were mesenchymal stromal cells (MSCs). In addition, peroxiredoxin 1 (PRDX1) was identified as a direct target of ICT. Furthermore, ICT stimulated MSCs to express the effector molecule C–X–C motif chemokine ligand 12 (CXCL12) through the PRDX1–reactive oxygen species (ROS)–mitogen-activated protein kinase (MAPK) signaling axis, thereby increasing the number and function of HSPCs. These results suggest that ICT is a promising compound for achieving targeted modulation of the hematopoietic microenvironment to restore hematopoiesis after chemotherapy.

Graphical abstract

关键词

淫羊藿素 / 骨髓抑制 / 间充质干细胞 / 过氧化还原酶1 / C-X-C基序趋化因子配体12

Key words

Icaritin / Myelosuppression / Mesenchymal stromal cells / Peroxiredoxin 1 / C–X–C motif chemokine ligand 12

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黄鹏里,景锐,张文丹,夏均,栾鑫,叶霁,田赛赛,张豪,王群,蒋红红,伍宁波,许梦婷,郑广勇,陆冬,钱菲,程涛,元唯安,刘峰,刘三宏,张卫东. 淫羊藿素靶向调控PRDX1-MAPK信号轴改善化疗后间充质干细胞的造血支持功能[J]. 工程（英文）, 2025, 54(11): 284-301 DOI:10.1016/j.eng.2025.08.019

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1 引言

造血系统代表了一个由造血干细胞（HSCs）维持的精细结构层次，HSCs具有自我更新和分化为所有成熟血系的能力[1]。这种动态平衡不仅受到细胞内在因素的严格调控，还受到来自特定骨髓（BM）微环境（称为造血生态位）的外部信号的调控[2‒3]。在生态位组成中，间充质干细胞（MSCs）通过物理相互作用和旁分泌信号[包括分泌细胞因子如C-X-C基序趋化因子配体12（CXCL12）和干细胞因子（SCF）]，在维持HSCs静息、存活和再生潜能方面发挥着关键作用[4‒6]。单细胞技术的最新进展进一步阐明了BM基质亚群的异质性，强调了MSCs在稳态和应激条件下均为HSCs命运不可或缺的调节者[2]。然而，化疗引起的骨髓抑制是癌症治疗常见且严重的并发症，它破坏了这种微妙的平衡[7]。除了直接损伤造血细胞外，环磷酰胺（CTX）等化疗药物还对BM生态位造成严重损伤，尤其是MSCs的功能完整性和造血支持能力[8‒9]。这种双重毒性强调了迫切需要既能保护HSCs、又能恢复受损微环境再生能力的治疗策略。

目前对化疗所致骨髓抑制的临床干预主要依赖造血生长因子，如粒细胞集落刺激因子（G-CSF）和粒细胞-巨噬细胞集落刺激因子（GM-CSF），它们直接刺激造血祖细胞增殖[10‒11]。虽然这些药物能有效加速中性粒细胞恢复，但未能解决微环境功能障碍，并且存在造血衰竭和白血病转化的风险[12‒13]。此外，大多数用于缓解骨髓抑制的传统草药缺乏明确的分子靶点或机制阐明，限制了其临床转化[14]。因此，目前仍缺乏通过重塑造血生态位以实现持续造血恢复的疗法。新出现的证据表明，靶向生态位成分（尤其是MSCs）有望成为一种有前景的策略，即在减轻微环境损伤的同时增强内源性HSCs功能。例如，调节MSCs来源细胞因子的小分子化合物，可以在不直接干扰HSCs生物学特性的情况下恢复生态位的支持功能。然而，目前尚无临床批准的药物满足这种以生态位为中心的治疗模式。

淫羊藿素（ICT）是一种源自淫羊藿（Epimedium brevicornum Maxim）的异戊烯基黄酮类化合物，因其广泛的药理活性而受到关注[15]。ICT在临床上被批准用于治疗肝细胞癌，其同时具有抗炎、成骨和免疫调节活性[16‒17]。有趣的是，临床前研究表明其有改善CTX诱导的骨髓抑制的潜力[18]，尽管其潜在机制尚不清楚。值得注意的是，ICT在体外能增强MSCs增殖和成骨分化[19‒21]，暗示了其在生态位调节中的潜在作用。我们假设ICT通过恢复BM微环境中的MSCs功能来缓解化疗诱导的造血损伤，从而间接促进HSCs恢复。为验证这一假设，我们采用了互补的体内模型（小鼠和斑马鱼）和多组学技术来解析ICT对生态位细胞的影响。我们发现ICT靶向调控MSCs中的氧化还原调节酶过氧化物还原酶1（PRDX1），提高活性氧（ROS）水平并激活细胞外信号相关激酶1/2（ERK1/2）-丝裂原活化蛋白激酶（MAPK）-CXCL12轴。这一新机制不仅扩展了对生态位导向的造血恢复的理解，而且将ICT定位为治疗骨髓抑制的微环境靶向疗法的先驱候选者。通过弥合传统医学和现代机制研究之间的差距，本研究为开发以生态位为中心的治疗方法并改善接受化疗的癌症患者的临床结局提供了一个范式。

2 材料与方法

2.1 试剂与化学品

ICT [纯度> 98%；美国化学文摘社登记号（CAS号）：118525-40-9；目录号：E100698]和CTX（纯度> 98%；CAS号：50-18-0；目录号：JX028043）购自安耐吉化学（安徽泽升科技股份有限公司）。杜氏改良Eagle培养基（DMEM；目录号：11965092）、胎牛血清（FBS；目录号：A5226701）、青霉素-链霉素溶液（目录号：15140122）、胰蛋白酶（目录号：25200072）、DNase I溶液（目录号：90083）和LipofectamineTM 3000（目录号：L3000015）购自Thermo Fisher Scientific（美国）。Hanks平衡盐溶液（HBSS；目录号：C0219）、磷酸盐缓冲液（PBS；目录号：C0221A）、Triton X-100（目录号：P0096）、4',6-二脒基-2-苯基吲哚（DAPI；目录号：C1002）和NP-40裂解缓冲液（目录号：P0013F）购自上海碧云天生物技术股份有限公司。I型胶原酶（目录号：LS004196）和IV型胶原酶（目录号：LS004188）购自Worthington（美国）。CD117 MicroBeads（目录号：130-097-146）购自Miltenyi Biotec GmbH（德国）。StemSpanTM无血清扩增培养基（SFEM；目录号：09600）和MethocultTM GF M3434培养基（目录号：03434）购自StemCell Technologies（加拿大）。小鼠基质细胞衍生因子1（SDF1）酶联免疫吸附测定（ELISA）试剂盒（目录号：ab100741）和重组PRDX1/增殖相关基因蛋白（PAG；目录号：ab74172）购自Abcam（美国）。

2.2 动物研究

所有小鼠品系均维持在C57BL/6遗传背景上。C57BL/6-CD45.1/2同源品系购自北京维通利华实验动物技术有限公司或Jackson Laboratory（美国）。瘦素受体（Lepr）-环化重组酶（Cre）、tdTomato（CD45.2）和β-肌动蛋白绿色荧光蛋白（GFP, CD45.2）转基因小鼠由程涛教授（血液学研究所和血液病医院，中国医学科学院和北京协和医学院）惠赠。除非另有说明，所有实验均使用7~10周龄性别匹配的小鼠。每次实验使用的动物数量在图注中列明。给药后，按照文中概述对小鼠进行分析。斑马鱼品系包括star-AB和转基因系Tg(cmyb:eGFP)，在28.5 ℃的系统水中饲养并如前所述进行分期。动物实验按照国际伦理准则和美国国立卫生研究院的《实验动物护理和使用的指南》进行，并获得了上海中医药大学动物实验伦理委员会的批准。动物伦理委员会批准号为PZSHUTCM211101043。

2.3 骨髓抑制小鼠模型及ICT给药

所有小鼠随机分为3组：对照组、模型组和ICT组（模型 + 3 mg∙kg-1 ICT）。ICT用0.5%羧甲基纤维素钠（CMC-Na）重悬，从第0天到第9天每天灌胃给药一次。对照组和模型组的小鼠按相同时间表灌胃给药等体积的CMC-Na。在第5天至第7天，模型组和ICT组的小鼠每天腹腔注射一次80 mg∙kg-1 CTX，以模拟化疗引起的骨髓抑制。

对于体外实验，小鼠腹腔注射单剂量为200 mg∙kg-1的CTX，48 h后从股骨和胫骨收集BM细胞。除非另有说明，体外实验中ICT的浓度为1 µmol∙L-1。

2.4 斑马鱼模型及ICT处理

为建立实验性化疗的斑马鱼模型，按照先前描述的方法[22]用CTX处理斑马鱼。野生型（WT）、Tg(cmyb:eGFP)、具有Tg(cmyb:eGFP)背景的prdx1+/+和prdx1-/-斑马鱼在浓度为400 mg∙L-1的CTX中孵育，并从受精后2天到4天每天更换溶液。在4 dpf（dpf：受精后天数）时，使用共聚焦成像和整体原位杂交（WISH）评估化疗效果和造血特征。

对于ICT处理，WT、Tg(cmyb:eGFP)、具有Tg(cmyb:eGFP)背景的prdx1+/+和prdx1-/-斑马鱼如前所述[23]在2~4 dpf用1 µmol∙L-1 ICT孵育。随后在4 dpf通过共聚焦成像、WISH和定量聚合酶链反应（qPCR）检查ICT处理后斑马鱼的造血特征。

2.5 流式细胞术和细胞分选的样品制备

为制备全BM细胞悬液，用含有2 mmol∙L-1乙二胺四乙酸（EDTA）和2% FBS的PBS冲洗胫骨和股骨中的总BM细胞。随后将细胞通过70 µm细胞滤网过滤以获得单细胞悬液。

为分离脾细胞，从腹腔解剖脾脏并通过70 µm细胞滤网过滤以获得单细胞悬液。用氯化铵-钾（ACK）裂解缓冲液裂解红细胞（RBCs）。

为分离BM基质细胞，用含有2% FBS的PBS小心冲洗BM栓块，然后用1 mL预热的消化液（HBSS中含有100 µg∙mL-1 DNase I、3 mg·mL-1 I型胶原酶和IV型胶原酶）在37 ℃下轻轻摇动消化30 min。消化过程用10% FBS终止，所得细胞通过70 µm细胞滤网。

2.6 流式细胞分析

对于长期造血干细胞（LT-HSCs）分析，全BM细胞或脾细胞用以下抗体染色：造血祖细胞抗原CD34-别藻蓝蛋白（APC）（1∶100；目录号：152215；Biolegend，美国）、干细胞抗原-1（Sca-1）-异硫氰酸荧光素（FITC）（1∶100；目录号：108105；Biolegend）、胎肝激酶2-藻红蛋白（PE）（1∶100；目录号：313305；Biolegend）、原癌基因c-kit-PE/花青素7（Cy7）（1∶100；目录号：983306；Biolegend）和谱系抗体混合物（1∶100；目录号：133310；Biolegend）。MSC分析通过用LepR-生物素抗体（1∶100；目录号：BAF497；R&D Systems，美国）标记BM基质细胞进行。随后用链霉亲和素-APC（1∶500；目录号：405207；Biolegend）、CD45-FITC（1∶100；目录号：982316；Biolegend）和终末红系分化抗原-119-FITC（1∶100；目录号：116205；Biolegend）对样品进行染色。对于成骨细胞（OB）分析，骨基质细胞用以下抗体染色：CD45-PE/Cy7（1∶100；目录号：982310；Biolegend）、CD51-PE（1∶100；目录号：327909；Biolegend）、Sca-1-FITC（1∶100；目录号：108105；Biolegend）、CD31-APC（1∶100；目录号：102409；Biolegend）和谱系抗体混合物（1∶100；目录号：133310；Biolegend）。细胞在4 ℃染色30 min，然后洗涤并重悬于PBS中。随后通过LSR II或FACS Aria III（BD Bioscience，美国）分析细胞，并使用FlowJo软件（美国）分析数据。

2.7 骨髓移植

对于移植实验，受体小鼠（CD45.1）在移植前一天接受9.5 Gy剂量的照射。通过尾静脉注射不同数量的供体测试细胞（CD45.2）以及来自同源背景的竞争细胞。移植细胞的具体数量在相应图注中详述。

2.8 胫骨内MSC移植

从β-actin GFP小鼠的BM栓块中冲出的BM基质细胞用作每个培养孔的输入细胞。用二甲基亚砜（DMSO，溶剂）或ICT处理6天后，收集细胞并重悬于20 µL HBSS中。Lepr-Cre-tdTomato受体报告小鼠在移植前连续5天每天腹腔注射80 mg∙kg-1 CTX。使用Hamilton 700RN注射器（瑞士）将20 µL MSCs通过髌骨表面注射到麻醉小鼠的胫骨中。两周后，评估受体小鼠的外周血（PB），并通过冲洗BM收集双侧胫骨和股骨的细胞，随后进行染色和流式细胞术分析。

2.9 集落形成单位（CFU）试验

从骨髓抑制小鼠的BM中富集c-Kit+细胞，以每孔2000个细胞的密度接种到M3434甲基纤维素培养基中，并用DMSO或1 µmol∙L-1 ICT处理。第10天对集落进行计数。

2.10 单细胞RNA测序（scRNA-seq）数据分析

对于10× scRNA-v2，Read1的读长为26 bp，包含16 bp的10×条形码序列和10 bp的独特分子标识符。Read1和Read2的原始读段均符合进一步分析的质量要求。对于Cell Ranger数据评估，使用Cell Ranger 2.2.0以10×基因组学定义的默认参数分析原始数据。对于Seurat分析，将Cell Ranger过滤后的基因-条形码矩阵导入Seurat包。用于非线性降维[t分布随机邻域嵌入（t-SNE）]分析的主成分（PCs）根据肘部图函数选择。随后使用Seurat函数“FindClusters”结合适当选择的PCs识别细胞簇。为了定位簇富集基因，使用了Seurat函数“FindAllMarkers”。使用t-SNE进行单细胞数据的结构表示、分析和轨迹构建。利用Seurat提供的过滤后基因表达矩阵，通过edgeR包对两个样本间选定细胞簇进行差异表达分析，以识别显著差异表达的基因。与每种细胞类型相关的标记基因和富集的簇基因用于确定每个簇的细胞类型。为了精确鉴定，我们在Loupe Cell Browser中手动反复检查了标记基因的表达。

2.11 利用成簇规律间隔短回文重复序列（CRISPR）/CRISPR相关蛋白9（Cas9）生成prdx1突变体

使用网站设计了针对prdx1的向导RNA（gRNA）靶点位点（GGTGTACTTAAAGAAGATGA），通过T7 RNA聚合酶（P2075; Promega，美国）合成，并使用mirVanaTM miRNA分离试剂盒（AM1561; Ambion，美国）纯化。将prdx1 gRNA（100 pg）和Cas9蛋白（TrueCutTM Cas9 Protein v2, A36498, 200 pg; Invitrogen，美国）共同注射到1细胞期的斑马鱼胚胎中。从prdx1+/+和prdx1-/-胚胎中提取基因组DNA，通过PCR从基因组DNA中扩增跨越靶位点的350 bp DNA片段，并通过Sanger测序。本研究中用于生成prdx1突变体的引物见附录A表S1。

2.12 信使RNA（mRNA）合成和显微注射

用于注射的prdx1全长mRNA使用mMessage mMachine SP6试剂盒（AM1340; Ambion）从经Not I消化的pCS2表达质粒合成。将150 pg带帽的prdx1 mRNA在1-2细胞期注射到斑马鱼胚胎的卵黄-分裂球界面处。本研究中用于生成prdx1 mRNA的引物列于表S1。

2.13 WISH和荧光原位杂交（FISH）

按照先前描述的方法，使用包括cmyb、gata1、rag1、Cxcl12a和prdx1在内的探针进行斑马鱼胚胎的WISH。使用Nikon SMZ 1500显微镜（日本）采集图像。为检测基因共表达，用荧光素标记的prdx1反义RNA探针和地高辛标记的Cxcl12a反义RNA探针杂交胚胎，与抗荧光素/地高辛-过氧化物酶抗体[研究资源标识符（RRID）：AB_840257，1∶100；Roche，美国]孵育，并用酪胺信号放大-FITC/Cy3放大试剂（1∶100；PerkinElmer，美国）染色。本研究中合成的prdx1探针引物列于表S1。

2.14 共聚焦显微镜

将胚胎包埋在1.0%的低熔点琼脂糖中。如前所述，使用Andor高速共聚焦显微镜（Dragonfly，英国）获取共聚焦图像。使用ImageJ和Photoshop CS6编辑图像。

2.15 定量PCR（qPCR）

使用TRIzol试剂（Invitrogen）从细胞或组织中提取总RNA，随后用莫洛尼鼠白血病病毒逆转录酶（Promega）进行逆转录。使用Bio-Rad系统（CFX96；美国）进行qPCR分析，并使用GraphPad Prism 8.0（美国）分析所得数据。本研究中用于qPCR的引物详见表S1。

2.16 RNA干扰

将MSCs以每孔5 × 105个细胞的密度接种在6孔板中，随后按照制造商的说明，使用Lipofectamine RNAiMAX（Invitrogen）转染150 nmol∙L-1的prdx1小干扰RNA（siRNA）。siRNA序列由上海吉玛制药技术有限公司化学合成，列于附录A表S2。

2.17 蛋白质印迹

如前所述[24]从细胞或组织中获取蛋白质样品，然后进行十二烷基硫酸钠-聚丙烯酰胺凝胶电泳（SDS-PAGE）分离，接着转移到聚偏二氟乙烯（PVDF）膜上。用5%脱脂牛奶封闭膜，并在4 ℃与一抗孵育过夜。洗涤膜后在室温与二抗孵育2 h。使用化学发光辣根过氧化物酶（HRP）底物检测信号。使用以下抗体：兔抗-PRDX1抗体（1∶2000；目录号：ab15571；Abcam）、兔抗-p-ERK1/2抗体[1∶1000；目录号：4370；Cell Signaling Technology（CST），美国]、兔抗-ERK1/2抗体（1∶1000；目录号：4696；CST）、兔抗-p-p38抗体（1∶1000；目录号：4511；CST）、兔抗-p38抗体（1∶1000；目录号：8690；CST）、兔抗-p-c-Jun N末端激酶（JNK）抗体（1∶1000；目录号：4668；CST）、兔抗-JNK抗体（1∶1000；目录号：9252；CST）、兔抗-p-ERK5抗体（1∶1000；目录号：3371；CST）、兔抗-ERK5抗体（1∶1000；目录号：3372；CST），以及兔抗-甘油醛-3-磷酸脱氢酶（GAPDH）抗体（1∶3000；目录号：60004-1-lg；武汉三鹰生物技术有限公司）。使用ImageQuant LAS 4000（Cytiva，瑞典）采集蛋白质印迹图像。

2.18 ELISA

根据制造商的说明，通过ELISA检测小鼠血清或BM细胞外液以及细胞培养基中的CXCL12含量。

2.19 表面等离子体共振（SPR）测定

在Biacore T200仪器（Cytiva）上进行SPR分析。将WT PRDX1蛋白固定在CM5芯片（Cytiva）上。先将ICT溶解在20 mmol∙L-1二甲基亚砜中，然后用4-（2-羟乙基）-1-哌嗪乙磺酸（HEPES）缓冲液稀释。流动相流过PRDX1偶联的芯片。ICT以78.125 nmol∙L-1、312.5 nmol∙L-1、0.625 µmol∙L-1、1.25 µmol∙L-1、2.5 µmol∙L-1、5 µmol∙L-1、20 µmol∙L-1和40 µmol∙L-1的浓度流过固定相。在动力学分析模式下，通过Biacore评估软件计算解离常数（Kd）。使用GraphPad 8.0确定最终动力学曲线。

2.20 Trx-TrxR-烟酰胺腺嘌呤二核苷酸磷酸（NADPH）偶联过氧化物还原酶活性测定

实验在96孔板中进行，使用含有过氧化物还原酶、硫氧还蛋白、硫氧还蛋白还原酶、NADPH和过氧化氢（H2O2）的过氧化物酶激活系统。在每个孔中，ICT与PRDX1~6在室温孵育30 min。随后制备含有1.5 µmol∙L-1酵母Trx、0.8 µmol∙L-1酵母TrxR和200 µmol∙L-1 NADPH的混合物并添加到孔板中。反应通过加入100 µmol∙L-1过氧化氢开始，并在340 nm波长下使用Thermo Multiskan全光谱仪检测1 h。在不含任何PRDXs或化合物而仅含混合物与H2O2的测定孔（记为S100%）中，初始反应斜率被视为代表PRDX过氧化物酶活性100%抑制。相反，含有混合物、H2O2和PRDXs但不含任何化合物的测定孔（记为S0%）的斜率被视为代表酶过氧化物酶活性0%抑制。根据这些初始反应的斜率计算不同ICT浓度对应的抑制率。抑制率（%）使用以下公式计算：(Scompound - S0%)/(S100% - S0%) × 100%。ICT抑制率结果来自3次独立实验。

2.21 微量热泳动（MST）

按照制造商说明和先前描述[24]，在Monolith NT.115系统（NanoTemper Technologies，德国）中进行MST测定。使用MST测定缓冲液将标记的PRDX1稀释至1 µmol∙L-1。用相同缓冲液制备ICT的16个1∶2梯度稀释液，起始浓度为40 µmol∙L-1。将等体积的标记PRDX1加入每管稀释液中，然后装入毛细管，在27 ℃温度下测量MST曲线。实验设置调整为使用中等MST功率和40%发光二极管/激发功率。通过MO亲和分析软件评估和计算结合和解离常数（Kd）。配体亲和分析软件版本为2.1.3（NanoTemper Technologies）。

2.22 免疫荧光

从模型组和ICT处理组小鼠的BM中分选出MSCs，然后将细胞离心涂片到多聚-L-赖氨酸包被的96孔板上。用4%多聚甲醛固定细胞，并用0.25% Triton X-100透化15 min。用3%牛血清白蛋白封闭1 h，并在4 ℃与抗-p-ERK1/2一抗（1∶200; Cell Signaling Technology）过夜孵育。洗涤后，在室温下与以1∶500稀释的抗兔二抗Alexa Fluor 488（目录号：A-11008；Thermo Fisher Scientific）孵育2 h。使用高内涵成像系统（PerkinElmer）拍摄图像。每孔使用ImageJ分析5个视野，以定量p-ERK1/2信号。

2.23 统计分析

使用GraphPad Prism 8.0软件进行分析，显著性设定为P小于0.05。样本数量和独立生物学实验重复次数在图注中列明。所有定量数据均以平均值±标准差（SDs）表示。两组间的统计学差异采用双尾非配对t检验确定，多组间的显著性差异采用单因素方差分析（ANOVA）确定。

3 结果

3.1 ICT缓解化疗诱导的血细胞减少症和骨髓抑制

为了研究ICT [其化学结构如图1（a）所示]是否能缓解化疗诱导的血细胞减少症，我们从实验开始后第5~7天给小鼠腹腔注射CTX（浓度为80 mg∙kg-1，每天一次），以建立化疗引起的血细胞减少症小鼠模型[图1（b）]。我们检测了第9~17天不同时间点PB中白细胞（WBCs）、RBCs和血小板（PLTs）的数量。CTX处理后，模型组小鼠的WBCs、PLTs和RBCs数量出现了预期中的显著减少。与模型组小鼠相比，持续9天每日口服1 mg∙kg-1或3 mg∙kg-1 ICT，使WBCs数量增加，且3 mg∙kg-1 ICT的效果比1 mg∙kg-1 ICT和20 mg∙kg-1利可君（一种常用的临床治疗白细胞减少症的阳性对照药）更明显（附录A图S1）。此外，在3 mg∙kg-1 ICT处理后第13天、15天和17天，小鼠的WBCs和PLTs均有所增加[图1（c）和（d）]。然而，ICT处理对RBCs计数没有明显影响[图1（e）]。这些结果表明ICT可以缓解CTX诱导的白细胞减少症和血小板减少症。

骨髓中的LT-HSCs负责维持出生后机体的造血功能，它们可以分化为所有类型的成熟血细胞以补充外周血[25]。因此，我们检测了ICT是否对接受化疗的小鼠的BM LT-HSCs有影响[LT-HSCs的圈门策略见附录A图S2（a）]。CTX给药导致LT-HSCs比例和BM有核细胞总数下降，而ICT处理显著逆转了LT-HSCs和BM有核细胞总数的减少[图1（f）~（h）]。为了测试ICT是否能增强LT-HSCs的造血重建能力，我们进行了竞争性和连续性骨髓移植（BMT）实验[图1（i）]。结果显示，在初次BMT [图1（j）~（l）]和二次BMT [图1（m）和（n）]中，来自ICT处理小鼠的BM LT-HSCs在PB和BM中比模型组小鼠具有更高的造血重建效率。然而，我们没有观察到模型组和ICT处理组小鼠之间的脾脏重量或脾脏中LT-HSCs数量存在差异[附录A图S2（b）和（c）]，这表明ICT对脾脏造血（通常在紧急情况下发生）没有明显影响。

此外，我们用浓度为400 mg∙L-1的CTX在2~4 dpf处理斑马鱼，以建立实验性化疗的斑马鱼模型[5]。使用Tg(cmyb:eGFP)品系在体内观察HSCs，活体成像及统计分析显示，CTX处理的斑马鱼尾部造血组织（CHT）区域的cmyb+ HSCs数量显著低于对照组斑马鱼[图1（o）和（p）]。此外，WISH和qPCR分析显示，CTX处理后，HSC标记物cmyb、髓细胞标记物pu.1与lyz、红细胞标记物gata1和T淋巴细胞标记物rag1的表达水平均显著降低[图1（q）和（r）]。对CHT区域cmyb+ HSCs的共聚焦成像显示，2~4 dpf用1 µmol∙L-1 ICT处理显著增加了化疗处理斑马鱼中HSCs的数量[图1（o）和（p）]。与活体成像数据一致，根据WISH和qPCR结果，我们观察到化疗导致的HSCs和分化造血细胞基因表达下调在ICT处理后明显恢复[图1（q）和（r）]。综上所述，这些数据表明ICT在小鼠和斑马鱼中增加了化疗后HSCs的数量并改善了其功能。

为了评估ICT是否对HSCs产生直接作用，我们在体外用ICT培养了从骨髓抑制小鼠富集的HSC亚群中的BM c-Kit+造血细胞[附录A图S2（d）]。与其体内的造血支持活性相反，ICT在体外不影响c-Kit+细胞的活力[附录A图S2（e）]或c-Kit+细胞中LT-HSCs的比例[附录A图S2（f）]。此外，对预先在体外暴露于溶剂或ICT的c-Kit+细胞进行的集落形成实验和竞争性移植实验显示，集落数量[附录A图S2（g）]或造血重建能力[附录A图S2（h）~（j）]没有差异，这排除了ICT对HSCs的直接作用。总之，这些结果表明ICT可使化疗后HSCs的数量增加、功能改善，并且ICT的有益作用是间接发生的。

3.2 ICT改善化疗后MSCs的造血支持功能

由于BM微环境参与维持HSCs并调节其功能，我们对从模型组和ICT处理组小鼠分离的BM生态位细胞进行了scRNA-seq分析，以确定ICT对HSCs的影响是否由BM生态位介导[附录A图S3（a）]。根据scRNA-seq数据的t-SNE图分析，BM生态位中的细胞根据其基因表达特征无偏倚地聚集成17种类型，涵盖MSCs、软骨细胞、成纤维细胞、BM来源的内皮细胞（BMECs）、MSC来源的成骨谱系细胞、周细胞和可能的过渡状态[图2（a）~（c）]。我们进一步分析了ICT处理小鼠中关键细胞簇比例的变化。结果显示，ICT处理小鼠BM生态位中的MSCs和OBs数量多于模型组[图2（d）~（f）]）。关键的scRNA-seq细胞亚群、基因标记以及与ICT相关的变化总结在附录A的表S3中。与scRNA-seq数据的结果一致，流式细胞术检测证实ICT治疗导致骨髓抑制小鼠骨髓微环境中LepR+ MSCs [附录A图S3（b）和（c）]和CD51+ OBs [附录A图S3（d）和（e）]适度增加[26]。ICT治疗未影响CD31+内皮细胞的数量[27]，如附录A图S3（f）和（g）所示。

由于成骨细胞对HSCs的影响存在争议，而MSCs的造血支持功能已有明确定义[4]，因此我们推测ICT对HSCs的影响是由BM生态位中的MSCs所介导。为了测试ICT是否对MSCs有直接作用，我们在体外用ICT处理了从骨髓抑制小鼠分离的BM-MSCs [28]。与溶剂处理的MSCs相比，在用剂量范围为0.1~10 µmol∙L-1的ICT处理6天后，MSCs的细胞活力和数量略有增加，表明ICT对MSCs数量的影响很小[附录A图S3（h）和（i）]。我们进一步进行了共培养实验，以评估ICT是否影响MSCs的造血支持功能[图2（g）]。将骨髓抑制小鼠的c-Kit+造血细胞与预先暴露于溶剂或ICT的MSCs共培养，结果显示ICT处理后集落形成活性增强[图2（h）]。一致地，c-Kit+造血细胞与经ICT预处理的MSCs共培养导致表型HSCs扩增[图2（i）]。为了进一步评估ICT处理的MSCs对HSCs功能的影响，我们使用与经溶剂或ICT预处理的MSCs共培养的c-Kit⁺细胞进行了竞争性移植实验。在竞争性移植实验中，我们观察到与ICT预处理的MSCs共培养后，c-Kit⁺造血细胞的造血重建能力有小幅提升[图2（j）和（k）]。这些数据表明，ICT处理的MSCs能够有效扩增功能性HSCs。

为了确定ICT处理的MSCs是否能在体内直接发挥造血支持功能，我们接下来通过胫骨内移植溶剂或ICT处理的MSCs进行了挽救实验[图2（l）]。来自Lepr-Cre-tdTomato受体小鼠的胫骨切片图像显示，β-catin GFP小鼠的供体MSCs在移植后成功整合到受体小鼠的BM中[图2（m）]。注射经溶剂预处理的MSCs后，骨髓抑制小鼠PB中的WBC计数有一定增加，而移植ICT处理的MSCs带来了进一步改善[图2（n）]。这些数据揭示了MSCs是ICT的潜在靶细胞，并且ICT改善了化疗后MSCs的造血支持功能。

3.3 CXCL12是ICT介导的MSCs造血支持功能所必需的

为了探索ICT潜在的作用机制，我们分析了经溶剂或ICT处理后MSCs的转录组数据。经ICT处理后，大量细胞因子和细胞外基质基因上调[图3（a）]，并且京都基因与基因组百科全书（KEGG）分析显示，多个由细胞因子和细胞外基质（ECM）介导的通路（包括“细胞因子-细胞因子受体相互作用”和“ECM-受体相互作用”）被显著富集[图3（b）]。由于细胞因子和细胞外基质对维持HSCs至关重要，我们将c-Kit+细胞培养在从溶剂或ICT预处理MSCs收集的条件培养基（CM）中，以确定ICT是否通过刺激细胞因子或细胞外基质分泌来促进MSCs的造血支持功能。正如预期，集落形成实验显示，在来自ICT处理MSCs的CM中培养后，c-Kit+细胞的集落数量增加[图3（c）]。此外，ICT被证明在mRNA和蛋白质水平上均能增强关键HSC支持性细胞因子基因Cxcl12的表达[图3（d）和（e）]。CXCL12中和抗体抑制了ICT处理的MSCs及其CM的造血支持活性[图3（f）]。此外，CTX给药诱导模型小鼠血清和BM中CXCL12水平显著降低，而ICT处理提高了血清和BM中的CXCL12含量[图3（g）]。为了测试CXCL12在体内ICT疗效中的作用，在ICT处理前进行了CXCL12中和抗体的骨髓腔内注射，结果表明ICT处理增加PB中WBCs和PLTs [图3（h）和（i）]，BM中LT-HSCs [图3（j）和（k）]的疗效被抑制。一致地，WISH和qPCR分析表明，Cxcl12a基因的表达水平在化疗处理的斑马鱼中低于对照组斑马鱼；然而，这种降低在ICT处理后得到逆转[图3（l）~（n）]。综上所述，这些结果证实ICT通过诱导CXCL12表达来增强化疗后MSCs的造血支持功能。

3.4 通过药物亲和响应靶点稳定性（DARTS）鉴定ICT在MSCs中的潜在靶点

为了探索ICT的潜在靶点，我们利用DARTS [30‒31]（一种利用药物结合后靶蛋白对蛋白酶敏感性降低特性的靶点鉴定策略）来识别细胞中能与ICT直接结合的蛋白质。在此工作流程中，从骨髓抑制模型小鼠分离的MSCs用ICT或溶剂处理2 h。然后，对细胞裂解物进行有限的链霉蛋白酶水解，接着进行液相色谱-串联质谱（LC-MS/MS）分析[图4（a）]。应用1.5倍的倍数变化截断值，共鉴定出19个蛋白质作为候选靶点。对这些蛋白质进行基因本体（GO）分析显示，被显著富集的分子功能术语涉及抗氧化和还原活性，包括“硫氧还蛋白过氧化物酶活性”“过氧化物还原酶活性”“抗氧化活性”和“过氧化物酶活性”[图4（b）]。敲低prdx1的表达促进了MSCs中CXCL12的分泌，而过表达prdx1则消除了CXCL12的上调，这表明PRDX1是ICT潜在的功能性靶点[图4（c）]。

为了进一步研究prdx1在体内造血中的潜在作用，我们首先分析了prdx1在斑马鱼中的表达模式。WISH和双色FISH（dFISH）数据显示，prdx1在受精后36 h（hpf）至4 dpf期间特异性表达于CHT区域[图4（d）]，并且与斑马鱼MSC标记基因Cxcl12a存在共定位[图4（e）]。接下来，我们使用CRISPR/Cas9系统生成了一个基因敲除的斑马鱼prdx1突变体，该突变体在第四外显子有5 bp的缺失[图4（f）和（g）]。蛋白质印迹显示基因敲除斑马鱼（prdx1-/-）中内源性PRDX1蛋白缺失[图4（h）]。我们在4 dpf时检测到prdx1-/-斑马鱼中HSC标记物以及进一步分化的红系细胞、髓系细胞和淋巴细胞相关基因表达显著增加[图4（i）]。为了更严格地描述prdx1在造血中的作用，我们通过向1细胞期胚胎注射prdx1 mRNA来过表达prdx1，并通过蛋白质印迹和WISH进一步验证了prdx1过表达的效率[图4（j）和（m）]。WISH数据显示，CHT区域HSC发育受损，表现为4 dpf时cmyb表达降低[图4（n）和（o）]。Tg(cmyb:eGFP)的活体成像证实，prdx1过表达后，cmyb+ HSCs的数量显著减少[图4（p）和（q）]。总之，这些结果表明，ICT的潜在靶点prdx1在斑马鱼HSC发育过程中起负调控作用。

3.5 PRDX1是ICT在MSCs中的直接靶点

为了验证ICT与PRDX1的结合，我们进行了DARTS实验，并且观察到ICT处理后PRDX1受到保护，免于蛋白水解[图5（a）]。此外，使用SPR测定确定了ICT与PRDX1蛋白的结合亲和力，计算得出的Kd值为1.09 µmol∙L-1 [图5（b）]。为了评估ICT在PRDX1上的确切结合位点，采用了分子动力学模拟，并预测到PRDX1的Cys52和Ser126残基可能是与ICT相互作用的关键位点[图5（c）]。基于此预测，我们构建了3种质粒，包含WT PRDX1-增强型绿色荧光蛋白（EGFP）融合蛋白以及Cys52残基突变（ΔCys52）和Ser126残基突变（ΔSer126）的EGFP融合蛋白。随后，我们使用PRDX1和梯度稀释的ICT进行了MST。ICT与WT PRDX1-EGFP的Kd值表明ICT与PRDX1之间存在强相互作用，而PRDX1中Cys52（而非Ser126）的突变破坏了与ICT的结合[图5（d）]。为了进一步从功能上评估PRDX1的Cys52对ICT介导的造血支持活性的贡献，我们在用siRNA敲低内源性prdx1表达后，过表达了WT PRDX1或PRDX1-ΔCys52。一致地，过表达WT而非突变的prdx1抵消了CXCL12的上调，并且ICT处理在挽救WT而非突变的prdx1后诱导了CXCL12的表达[图5（e）]。

为了进一步探索PRDX1是否是体内ICT促进HSC恢复的靶点，我们对prdx1-/-和prdx1过表达的斑马鱼进行了化疗和ICT处理。与ICT处理的效果相似，我们观察到化疗处理的prdx1-/-斑马鱼中HSC群体增加[图5（f）和（g）]。然而，prdx1过表达有效抑制了化疗处理的斑马鱼中ICT治疗对HSCs和血细胞的恢复作用，如共聚焦成像[图5（h）和（i）]和WISH分析[图5（j）~（m）]所示。总之，这些发现表明PRDX1是ICT的直接功能性靶点，其在斑马鱼中调节HSCs的活性。

3.6 ICT介导的造血支持功能增强依赖于ROS-MAPK信号通路的激活

由于PRDX1的Cys52残基是参与催化H2O2还原为水的关键酶活性位点[32]，我们测试了与ICT结合是否影响PRDX1的过氧化物酶活性。正如预期，ICT抑制了重组PRDX1的过氧化物酶活性[图6（a）]，但对PRDX2~PRDX6的过氧化物酶活性没有明显抑制（附录A表S4）。此外，ICT处理诱导ROS水平升高[图6（b）]，敲低prdx1导致类似的ROS增加[图6（c）]。为了确定升高的ROS的作用，我们使用了ROS清除剂N-乙酰-L-半胱氨酸（NAC），并且发现NAC抑制了ICT介导的CXCL12诱导表达[图6（d）]。此外，在体内给予ICT后，小鼠BM中LepR+ MSCs的ROS水平显著升高[图6（e）和（f）]。为了测试ROS在ICT治疗中的作用，在ICT处理前进行了NAC的腹腔注射，结果发现ICT诱导CXCL12分泌[图6（g）]、增加PB中WBCs和PLTs [图6（h）和（i）]、BM中LT-HSCs [图6（j）和（k）]的疗效被抑制。总之，这些数据证实ICT靶向作用PRDX1并抑制其酶活性，从而通过PRDX1-ROS轴促进CXCL12的表达并缓解化疗诱导的白细胞减少症。

为了识别ROS诱导MSCs中CXCL12表达的下游信号通路，我们对溶剂或ICT处理的MSCs的转录组数据进行了KEGG分析[图3（b）]。在显著富集的通路中，“MAPK信号通路”是经典的可由ROS诱导的下游通路，其参与多种生物过程，包括细胞增殖、存活和细胞因子产生[33‒34]。与溶剂对照相比，ICT处理MSCs上调了ERK1/2和p38的磷酸化水平，但未上调JNK或ERK5的磷酸化水平[图6（l）]。此外，抑制ERK1/2（而非p38）削弱了ICT介导的MSCs中CXCL12生成[图6（m）]和造血支持[图6（n）]。与体外作用一致，从ICT处理的小鼠中分选出的LepR+ MSCs也呈现磷酸化ERK1/2水平升高[图6（o）和（p）]。为了确定ROS是否介导ERK1/2的激活，我们使用了NAC，并且观察到NAC抑制了ICT介导的ERK1/2磷酸化诱导[图6（q）]。此外，在敲低prdx1表达后，NAC清除ROS也消除了ERK1/2的激活[图6（r）]。鉴于这些发现，我们认为ICT介导的造血支持功能增强依赖于ERK1/2-MAPK信号通路的激活，而该激活是由ROS升高所介导的（图7）。

4 讨论

越来越多的研究正在完善和支持造血微环境在维持和调节HSCs中的作用[35‒36]，这为靶向和调节造血微环境以改善造血提供了理论支持。然而，目前尚未明确找到通过此方法增强造血的临床药物，以实现从理论到临床应用的转化。本研究阐明了一种新机制，即ICT通过靶向调节BM生态位来挽救化疗诱导的骨髓抑制。通过整合多模型验证（小鼠和斑马鱼系统）与先进的单细胞转录组学和靶点解析策略，我们证明了ICT通过氧化还原依赖性的PRDX1-ERK1/2-CXCL12轴增强了MSCs的造血支持能力。本工作不仅推进了我们对生态位导向的造血恢复的理解，而且将ICT定位为具有直接临床转化潜力的开创性微环境靶向治疗制剂。

值得注意的是，ICT相对于传统药物的全面治疗优势在于其能够恢复多谱系造血。ICT既增加了LT-HSCs的数量，又改善了其功能完整性，使得髓系、淋巴系和巨核系得以平衡重建。如血常规分析结果所示，在小鼠模型中ICT给药后第13天起，白细胞和血小板均有所增加，尽管未检测到红细胞升高，这可能是因为红细胞的循环周期比白细胞和血小板长，恢复所需时间更长。从机制上讲，ICT通过恢复BM生态位功能发挥作用，从而创造一个支持性微环境，有利于LT-HSCs的自我更新和多谱系分化。相反，G-CSF和GM-CSF主要通过直接受体结合刺激HSPCs增殖，主要诱导粒细胞/巨噬细胞分化，通常会损耗LT-HSC池的储备[37‒39]。重要的是，在ICT处理的模型中观察到的血小板持续升高，表明ICT具有促进巨核细胞生成的独特能力。在临床上，这种双重功效可以减少对血小板输注的依赖，并降低与长期使用G-CSF相关的造血衰竭风险。通过靶向生态位功能障碍而非强制谱系定向分化，ICT疗法代表了骨髓抑制治疗模式的转变，提供了一种与造血生理层次结构相一致的整体解决方案。此外，G-CSF和GM-CSF与不良反应相关，包括发热、炎症、骨痛、过敏反应，甚至有潜在的造血衰竭和白血病转化风险[12,40‒43]。相比之下，ICT具有更优的安全性，不会诱发严重不良事件。此外，ICT已被证实具有广谱抗肿瘤活性[16,44‒45]，并且在临床上被批准用于肝细胞癌治疗。因此，在化疗方案中使用ICT可能会提供协同抗肿瘤效应，这是ICT相对于基于细胞因子疗法的一个重要潜在优势。

ICT疗效的核心在于其能够促使MSCs分泌更多CXCL12，这是一种对BM生态位内HSC滞留、静息和再生不可或缺的细胞因子[29,46‒47]。我们的数据有力地证明CXCL12是介导ICT造血恢复效应的关键效应分子：①中和CXCL12消除了ICT诱导的小鼠模型中LT-HSCs扩增和PB恢复；② ICT上调了斑马鱼造血组织中Cxcl12a的表达，这与挽救HSC池相关；③ PRDX1抑制或ROS升高（ICT触发的关键上游事件）直接上调了MSCs中CXCL12的产生。虽然先前的研究已确定条件性敲除BM MSCs中的Cxcl12会通过破坏趋化滞留而动员HSCs至PB [29]，但我们的工作揭示了CXCL12在应激造血中一个独特的、非趋化性的作用。具体而言，ICT诱导的BM CXCL12升高（远超过生理性PB水平）增强了HSC功能，而没有损害动员或谱系输出，这表明CXCL12通过与其经典趋化因子功能独立的机制促进造血恢复。这一结论得到体外实验的进一步支持，尽管缺乏CXCL12梯度驱动的趋化作用，ICT的造血支持效应依然存在。与传统的HSC动员剂[通过破坏CXCL12-C-X-C趋化因子受体4（CXCR4）相互作用而短暂动员HSCs]不同，ICT策略性地增强了生态位滞留信号，为HSC自我更新和多谱系分化创造一个容许性微环境[48‒49]。这一范式得到ICT处理后BM CXCL12水平持续升高的支持，这与化疗诱导的生态位损伤期间观察到的CXCL12耗竭形成鲜明对比。

将PRDX1鉴定为ICT的直接结合靶点是一个关键突破。先前的研究已确定PRDX1是一种关键的抗氧化酶，调节ROS稳态，从而影响细胞增殖、分化和凋亡等生物过程[32,50‒51]。除了其抗氧化活性外，PRDX1还能以不依赖ROS的方式直接参与调节信号转导和基因表达等生物过程[52]；然而，其在造血生态位内的功能此前尚不清楚。本研究首次报道了PRDX1参与调节CXCL12的表达，并证明过表达prdx1会抑制ICT在斑马鱼中的造血支持作用。从机制上讲，PRDX1在MSCs中充当氧化还原调节器，ICT对其的抑制引发适度的ROS积累，这与化疗引起的病理性氧化应激不同[53‒54]。这种受控的ROS升高选择性地激活了ERK1/2-MAPK信号通路，而非其他应激响应通路[55‒56]（如p38或JNK），凸显了ICT机制的精确性。随后的CXCL12（HSC维持的主调节因子）上调完成了将MSC氧化还原调节与造血恢复联系起来的机制级联。重要的是，该通路运行独立于直接的HSC刺激，规避了与常规生长因子疗法相关的耗竭或恶性转化风险。已有一些PRDX1调节剂也被报道能诱导ROS积累，但其主要结果是通过上调促凋亡和细胞周期阻滞相关通路，以诱导凋亡或抑制增殖[57‒60]。虽然多项研究表明ICT在各种肿瘤细胞系（如结肠癌、鼻咽癌和宫颈癌）中诱导氧化应激损伤，从而介导其抗肿瘤活性[61‒63]，但相应研究中使用的ICT浓度（通常在10~100 µmol∙L-1范围）远高于本研究中使用的1 µmol∙L-1浓度。这与ICT的造血支持效应形成鲜明对比。现有文献主要强调各种氧化还原调节通路在调节MSCs衰老、存活和分化能力中的作用[64‒66]，但尚未研究它们对造血或细胞因子分泌的影响，这进一步将我们的研究重点与现有研究区分开来，即在造血调节背景下通过ROS-MAPK信号将PRDX1与CXCL12分泌联系起来。

我们的多物种方法加强了这些发现的转化相关性。在小鼠中，ICT恢复了LT-HSC池和PB计数，而没有诱导脾脏髓外造血（一种常见的代偿机制，通常先于生态位衰竭发生）。斑马鱼模型进一步证实了ICT挽救cmyb⁺ HSCs和谱系定向祖细胞的能力。本工作的临床意义有两点：首先，将ICT（一种美国食品药品监督管理局批准的保肝剂）重新用于缓解骨髓抑制，利用其已确立的安全性，加速了治疗开发；其次，我们的发现挑战了当前造血恢复中以HSC为中心的主流范式，证明了以生态位为导向的策略可以实现全面的造血恢复。这对于老年人群或因放疗/化疗导致生态位损伤的患者尤其重要，在这些情况下，针对HSC的疗法往往效果不足。

5 结论

总之，本研究确立了药物调节MSCs氧化还原状态作为对抗化疗诱导的造血损伤的可行策略。通过从机制上将PRDX1抑制与CXCL12介导的生态位再生联系起来，本研究为开发微环境靶向疗法提供了蓝图。鉴于PRDX1在造血调节中的作用，预计PRDX1将成为治疗骨髓抑制的一个有价值的靶点。作为这一新兴治疗类别的首个候选者，ICT连接了传统医学和现代精准医学，为支持性癌症护理中长期存在的挑战提供了一个可临床部署的解决方案。

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