再生医学中器官生物打印的进展

王象 ,  张迪 ,  Yogendra Pratap Singh ,  Miji Yeo ,  邓国滔 ,  赖嘉琪 ,  陈飞 ,  Ibrahim T. Ozbolat ,  于寅

工程（英文） ›› 2024, Vol. 42 ›› Issue (11) : 129 -152.

PDF (4243KB)
工程（英文） ›› 2024, Vol. 42 ›› Issue (11) : 129 -152. DOI: 10.1016/j.eng.2024.04.023
研究论文

再生医学中器官生物打印的进展

作者信息 +

Progress in Organ Bioprinting for Regenerative Medicine

Author information +
文章历史 +
PDF (4344K)

摘要

由损伤、疾病及衰老导致的器官损伤或衰竭，因人体再生能力有限而构成重大医疗挑战。器官移植则面临供体短缺与免疫排斥风险的双重困境，因此亟需创新的解决方案。按需的三维生物打印器官技术为组织工程与再生医学领域带来新希望。本文系统阐述了前沿生物打印技术进展，重点剖析生物墨水选择和细胞类型优化策略。继而探讨心脏、肝脏、肾脏及胰腺等实体器官的生物打印突破，强调血管化与细胞整合的关键作用。最后，针对生物打印器官的临床转化及其大规模生产中的核心挑战与发展方向提出见解。

Abstract

Organ damage or failure arising from injury, disease, and aging poses challenges due to the body’s limited regenerative capabilities. Organ transplantation presents the issues of donor shortages and immune rejection risks, necessitating innovative solutions. The three-dimensional (3D) bioprinting of organs on demand offers promise in tissue engineering and regenerative medicine. In this review, we explore the state-of-the-art bioprinting technologies, with a focus on bioink and cell type selections. We follow with discussions on advances in the bioprinting of solid organs, such as the heart, liver, kidney, and pancreas, highlighting the importance of vascularization and cell integration. Finally, we provide insights into key challenges and future directions in the context of the clinical translation of bioprinted organs and their large-scale production.

关键词

器官打印 / 3D生物打印 / 再生医学 / 组织工程

Key words

Organ printing / Three-dimensional bioprinting / Regenerative medicine / Tissue engineering

引用本文

引用格式 ▾
王象,张迪,Yogendra Pratap Singh,Miji Yeo,邓国滔,赖嘉琪,陈飞,Ibrahim T. Ozbolat,于寅. 再生医学中器官生物打印的进展[J]. 工程（英文）, 2024, 42(11): 129-152 DOI:10.1016/j.eng.2024.04.023

登录浏览全文

4963

注册一个新账户 忘记密码

1 引言

组织或器官损伤及衰竭常见于人类损伤、疾病与衰老过程[1]，而人体多数组织/器官的再生能力有限。器官移植作为治疗器官衰竭或严重组织损伤的关键医疗手段，却面临供体短缺和免疫排斥风险等重大挑战[2‒3]，这凸显了开发创新解决方案的迫切性。

生物制造技术有望构建复杂三维（3D）生物结构，精准模拟人体组织/器官的功能性架构。该过程促进了生理相关的细胞相互作用，且在3D微环境中维持这种动态互作对于恢复正常的生物学行为至关重要[4]。在组织工程和再生医学领域，生物制造被定义为创建具有结构组织的生物功能产品。该过程涉及利用活细胞、生物活性分子及生物材料，结合3D生物打印或生物组装等技术实现[5]。其中3D生物打印技术在应对上述挑战时展现出独特的潜力，正推动生物制造领域革命性变革，引领组织工程与再生医学取得多项重大突破[6]。除3D生物打印外，表1 [7‒10] 列举了应对器官短缺及移植排斥反应问题的替代解决方案。

本综述系统梳理了器官生物打印领域的前沿技术体系，重点阐释了生物墨水选择策略与细胞类型配置的核心因素（图1）。随后聚焦心脏、肝脏、肾脏和胰腺等实体器官的生物打印突破性进展，着重剖析器官生物打印中血管化构建和多类型细胞协同整合的关键作用。最后针对生物打印技术从临床前研究向临床转化亟待突破的关键挑战进行深入探讨，并对该领域未来的研究方向提出建议。

2. 3 D生物打印的基础

生物打印技术利用3D打印能力精确排布并组装活体/非活体生物材料，最终实现复杂生物结构的构建。器官生物打印过程通常包含两个关键步骤：首先基于多种影像学技术获得的组织/器官信息生成精细化3D模型；随后制造能精准复现目标组织/器官结构与功能的组件[11‒13]。该技术在制造兼具真实解剖特征与生理功能的实体器官方面展现出巨大潜力，对推动再生医学、组织工程、药物研发、药代动力学及基础细胞生物学等多个领域研究中具有重大价值[14‒15]。

2.1 3D生物打印技术概述

根据生物墨水分配方式的不同，3D生物打印技术可分为喷墨式[16]、挤出式[17‒18]和基于光聚合的生物打印[19‒20]。具体技术原理将在如下章节详细阐述。

2.1.1 喷墨生物打印

喷墨生物打印源于传统桌面喷墨打印。根据液滴生成机制可分为连续喷墨生物打印（CIJ）与按需喷墨生物打印（DOD）。其中DOD技术因具备更高打印精度、更优异的生物墨水利用率以及更低墨水污染风险而受青睐[21‒22]。该技术通过热力、压电或静电方式生成液滴，尤其以热喷墨生物打印应用最广，其原理为局部加热生物墨水产生热气泡，挤出液滴，从而实现30~80 μm的液滴分辨率。尽管生物打印过程产生的热量可能导致少量细胞的损失，但最终细胞存活率仍可达到90% [23‒24]。总体而言，DOD技术凭借高分辨率、微滴化、高通量、非接触式操作及低耗材特性脱颖而出，已广泛应用于血管、心脏[25]、骨骼[26]、软骨[27]和肝脏[28‒29]等活体组织打印。值得注意的是，DOD打印需采用微型喷嘴保障精度，故仅适用于低黏度生物墨水（≤ 30 mPa·s）。同时微型喷嘴易堵塞的特性限制了生物墨水的细胞密度，通常需要低于每毫升106个细胞[2]。

2.1.2 挤出式生物打印

挤出式生物打印是目前应用最广泛的生物打印技术。该技术突破了喷墨打印对生物墨水黏度及细胞密度的限制，可处理黏度高达600 kPa·s、细胞密度达每毫升108个细胞的高负载生物墨水[12]。其工作原理是通过气压或机械驱动（如活塞或螺杆）将生物墨水挤压成连续圆柱形细丝（150~350 μm），经喷嘴沉积到基板上，随后通过Ph/温度变化、酶促反应、化学交联或光/热/离子刺激实现原位固化，形成机械稳定性结构[30‒31]。相较于其他技术，挤出式打印具有优异的可扩展性，能兼容高黏度和高细胞密度生物墨水，因而广泛应用于心脏[32‒34]、肾脏[35‒36]、肝脏[37]及脾脏等实体器官打印。然而，该技术存在分辨率较低（100 μm）、喷嘴易堵塞、需依赖剪切稀化材料等缺陷，且剪切力可能导致细胞死亡，从而影响细胞存活率（40%~95%）[18,30,38‒39]。

同轴挤出打印作为挤出式打印的重要分支，采用具有内腔室和外腔室的特殊喷嘴设计，可同步挤出生物墨水与交联剂溶液，在喷头处实现核心-壳层结构的快速凝胶化。这种双同轴喷嘴策略能高效构建可灌注管状结构[40]。而三同轴喷嘴设计更能打印仿生程度更高的多层异质血管通道[41]。但受限于连续纤维生成机制，该技术尚难以构建微血管网络。

2.1.3 基于光聚合的生物打印

基于光聚合的生物打印利用紫外线选择性诱导生物墨水凝胶化，涵盖立体光刻（SLA）、数字光处理（DLP）及双光子聚合（2PP）等技术。其中SLA最为常用，通过光束逐点交联光固化生物墨水。每完成一层固化后，平台下降特定高度以覆盖固化的生物墨水层，用于后续层的交联和固化。相较于喷墨与挤出式打印，该方法能更快速更精确地打印组织内外结构，但因激光束逐点固化机制导致打印速度较慢，且难以构建大尺寸器官[42]。此外，光引发剂的使用存在细胞毒性风险[43]。2PP技术通过双光子辐照选择性交联体素，可实现数百微米至数毫米尺度的高精度结构制造，尤其适用于光子级别精度与纳米级别复杂结构的打印。然而高昂的运营成本制约了广泛应用[44]。

2.1.4 其他

除传统3D生物打印技术外，研究人员融合多领域技术开创了多种创新方法。其中之一是声波生物打印，该技术采用开放式生物墨水储液池，利用声波制动器产生环形声波，聚焦于喷嘴尖端，促使含细胞的皮升级液滴形成并喷射到基板。通过无喷嘴的设计能规避堵塞风险，也能在实现细胞精确定位的同时增强细胞保护[45]。

另一项突破性技术是磁性生物打印，该技术需预先对细胞进行磁性标记，借助磁场精准调控细胞或细胞球空间排列，可快速精确构建复杂组织结构。该技术已成功应用于血管化肺组织及主动脉瓣等结构的制造[46‒47]。

悬浮浴生物打印在传统挤出式打印基础上引入悬浮介质，打印头在悬浮介质内作业，能有效平衡生物墨水活性与可打印性。该方法不受打印位置的限制，能高精度重建复杂3D结构。近期已实现全尺寸人类心脏的3D打印[48]，并成功直接构建功能组织血管化的微血管网络[46]。

2.2 生物墨水在器官生物打印中的重要性

生物墨水在器官生物打印中发挥核心作用，通过提供适宜的微环境与结构支撑，促进细胞黏附、迁移、增殖及分化等关键生理过程。作为生物墨水的主要组分，理想的聚合物需兼具多重特性以满足不同打印技术需求，包括可打印性、组织特异性[49]、生物相容性[50]、剪切稀化特性[51‒52]、适宜的交联机制[51-52]、可控降解率[53]、合理黏度[19]及类组织机械特性[54-55]。按来源可分为天然与合成两大类聚合物，共同构成生物墨水的基础材料体系[56]。

2.2.1 生物打印中的天然聚合物

天然聚合物通常基于蛋白质或多糖结构，生物打印常用材料包括胶原蛋白、纤维蛋白原、丝素蛋白、明胶、海藻酸钠、透明质酸及脱细胞细胞外基质（dECM）[57]。这类材料因具备组织匹配的理化特性、高生物相容性、低细胞毒性、多孔结构及天然生物活性分子等优势，成为3D生物打印的首选[58]。例如，人体含量最丰富的胶原蛋白已被用于膀胱平滑肌细胞打印[59]。明胶则凭借低免疫原性、细胞黏附结构及经济效益适用于器官打印。Gaetani等[60]将人类心脏祖细胞封装于透明质酸/明胶复合生物墨水制成心脏补片，植入后显著改善心脏功能，促进人类心肌细胞（CM）的长期存活增殖，并分化为心脏与血管结构。

从组织中提取的dECM通过化学、物理和酶解法去除细胞，但保留完整细胞外基质（ECM），可显著降低生物墨水的抗原性[61-62]。其成分结构高度模拟天然组织，在重建复杂细胞相容的微环境方面超越传统生物墨水，能有效改善细胞功能并还原天然ECM的复杂结构[63]。生物ECM支架在体内可快速降解替代，同时生成具有生物活性的下游分子[64]。基于dECM的3D生物打印技术已在心脏、肌肉、软骨、皮肤及肾脏再生领域取得重大突破[65]。脱细胞器官因此成为理想的可移植支架，其内含的微结构及细胞外信号可引导细胞黏附、分化、血管生成及功能重建[66]。但天然组织来源的批次间差异影响dECM制备的可重复性[67]。且天然来源生物墨水构建的支架通常因机械强度不足，难以匹配植入组织器官的3D结构需求。

2.2.2 生物打印中的合成聚合物

合成聚合物通过单体化学反应人工合成，其网络结构由惰性单元组成，赋予生物打印产品优异机械性能与可控免疫原性[68]。这类材料的分子量及物理特性可灵活调控以满足特定的生物打印需求。但因缺乏功能基团及结构单一，部分合成聚合物存在生物相容性差及降解产物毒性问题，限制了其在器官生物打印中的应用。

生物打印中具代表性的合成聚合物包括聚乙二醇（PEG）、聚氨酯（PU）及聚己内酯（PCL）。PEG兼具亲水性、生物相容性与非免疫原性[69]，通常作为光交联生物墨水使用。其交联原理是通过物理辐射、自由基聚合或酶促/共价相互作用，将其两端羟基接枝至丙烯酸酯基团、硫醇等功能基团，借此调控生物打印过程中的机械性能[70]。但PEG的低黏度特性使其不适合用于挤出式打印，且生物惰性导致细胞黏附性较差，研究人员正通过掺杂生物活性分子提升其细胞活性[71]。目前PEG主要应用于血管打印[72‒74]。PU具有独特的嵌段结构和多样化的物理机械性能，根据合成方法的不同可分为可降解与不可降解生物材料。其中可降解PU可单独或复合其他生物材料用于打印[75‒76]。PCL作为半结晶聚合物在加热时呈现优异流变性能和黏弹性，常用作制备器官芯片装置的原材料[77]，亦有研究人员将其作为支撑结构材料，辅助软骨与肌肉组织的水凝胶打印[78]。

2.2.3 选择合适的细胞类型

在生物打印中纳入适宜细胞类型对于复现生物组织/器官的结构与功能至关重要，因为天然器官本就依赖多种细胞群的协同作用。为模拟细胞异质性，器官生物打印通常需整合多种细胞类型。例如，心肌细胞是人类心脏中负责心肌收缩的主要细胞，而成纤维细胞（FB）、内皮细胞（EC）和免疫细胞等非心肌细胞[79]在心脏发育与功能中发挥关键作用[80]。近期心脏组织生物打印研究通过混合非心肌细胞与心肌细胞，成功模拟了这种异质细胞的组成与相互作用[81‒83]。

细胞选择策略中，直接采用天然组织中的原代细胞是基础途径，这类细胞通常包括高度特化的终末分化细胞及特定谱系的祖细胞。但某些原代细胞的分离与体外扩增仍存挑战[49]。与此同时，人类多能/全能干细胞[如成体干细胞：间充质干细胞（MSC）、脂肪来源干细胞（ADSC）、人类胚胎干细胞（ESC）、诱导多能干细胞（iPSC）]凭借自我更新与分化潜能备受关注。无论预分化还是未分化状态，这些干细胞已广泛应用于心脏、肝脏、胰腺、神经元、脉管系统及各种肿瘤模型的生物打印[57]。尤其患者自体干细胞在打印个性化移植器官（规避免疫排斥）及构建疾病特异性模型方面具有巨大潜力。iPSC技术更可通过微创方式将成熟细胞重编程为患者特异性干细胞[84]。近期研究已成功将iPSC分化为多种谱系细胞，如心肌细胞、神经元、肝细胞及内皮细胞等[85‒86]。生物打印领域呈现采用iPSC衍生细胞的趋势，如用于构建心脏[87]、肝脏[43]及胰腺[88]组织。尽管优势突出，但iPSC技术仍存在致瘤风险、未分化干细胞对机械应力敏感、及干细胞衍生细胞成熟度不足等未解难题[89‒90]。

尽管自体细胞在安全性与患者特异性遗传背景匹配方面具有优势，但其应用受限于患者的健康状况，且涉及复杂的制备流程和漫长生产周期[91]。源自通用供体的同种异体细胞作为新兴替代方案，展现出标准化细胞系规模化生产的巨大潜力。配合系统性免疫抑制策略，研究者已提出多种方案应对免疫排斥问题[91‒94]，特别是通过基因编辑技术开发的通用型iPSC [95‒97]可为即用型人体移植物的生产提供稳定细胞源。此外，动物正成为解决临床需求的重要器官、组织及细胞来源。近期异种移植研究在突破异种免疫屏障[98]及免疫豁免性异种间充质干细胞应用[99‒100]方面取得了进展 。异种细胞还可用于需触发免疫响应的特殊场景，如肿瘤创伤修复[101‒102]。

当前尚未充分探索的前沿领域在于将实体器官生物打印与细胞工程前沿技术融合，这将超越单纯的结构复现，创造出整合人工设计特性的功能性器官。例如，通过构建刺激响应功能，研究人员可精准调控生物打印模型中的细胞行为以模拟疾病进程[103]。光遗传学工程已经实现细胞分化的高精度控制，显著提升组织复现度[104‒105]。此外还可设计功能强化型组织替代物以改善有害的微环境，从而提升移植物存活率。

3 器官生物打印的最新进展

3.1 心脏生物打印

心血管疾病是全球死亡的主要原因，导致全球每年三分之一的死亡。这类疾病涵盖一系列影响心脏和血管的病变，如冠心病、脑血管疾病、风湿性心脏病和先天性心脏病[106]。尤其是心肌梗死——该疾病以缺氧诱导的心肌细胞损失、组织退化、纤维化以及最终导致的心力衰竭为特征，约占全球死亡病例的13% [107]。因此，构建能够精确模拟心脏复杂特性的工程化心脏组织对于深化心血管疾病认知和开发有效的治疗方案具有关键意义。

通过生物3D打印技术，研究人员已经成功构建了多种心脏结构，旨在重建人体心脏的不同组成部分，包括心肌组织[108‒109]、血管网络[110‒111]和心脏瓣膜[112]。这些工程化组织已被应用于多个领域，如用于药物筛选的心脏芯片[108,113‒114]、体外疾病模型[87]、用于心肌梗死组织修复的心脏补片[60,115‒117]以及面向未来移植治疗的器官级心脏泵[48,82]。本节将系统综述心脏组织3D生物打印的最新进展，重点探讨这些构建体日益增加的复杂性及其伴随的技术挑战。

作为血液循环的核心器官，人类心脏由四个腔室构成，其中两个心房负责血液回收，两个心室负责血液泵出。其心壁具有三层结构：心外膜、心肌层和心内膜。虽然心肌细胞（占心脏细胞的30%~40%）是心脏收缩的关键成分[118]，但成纤维细胞和内皮细胞等其他细胞同样参与心脏功能调控[119]。成年心肌细胞有限的自我更新能力为生物打印带来了挑战[120]。用于治疗心力衰竭的干细胞疗法，主要依赖于干细胞的旁分泌效应，而非直接分化为功能性心肌细胞[120]。目前，生物打印的心脏组织多采用人类胚胎干细胞或诱导多能干细胞预先分化的细胞[109,113,121]，但要在体外复制成年心肌细胞的成熟特性仍然困难[122]。

在生物打印领域，研究人员致力于开发生物墨水，将预分化细胞包载于聚合物基质中，通过模拟心肌微环境（如生化组成、力学特性等）来促进心肌细胞在移植前后的成熟。其中，明胶和甲基丙烯酸化明胶（GelMA）因其适用性已得到广泛研究[123‒124]。此外，目前也已开发出具有促进心肌成熟、改善心脏功能作用的心脏dECM生物墨水[32,125]。基质的机械特性（如刚度等）会影响心肌细胞的成熟度，进而调控肌原纤维蛋白的表达和肌节排列[122]。为此，有研究致力于开发具有可调节力学性能的dECM生物墨水，使其既能模拟心脏的生物力学特性，又能满足生物打印的工艺要求[125]。

为了模拟心脏的发育环境，当前研究采用将心肌细胞与支持性细胞（如成纤维细胞、内皮细胞等）共同打印的策略。通过使用明胶/海藻酸复合生物墨水等方法，该技术能有效促进细胞的存活、增殖以及功能成熟[81]。更进一步，研究人员将能模拟天然组织结构与细胞相互作用的心脏球体（cardiac spheroids）整合到生物打印中，成功构建出复杂的3D心脏组织，使得构建无支架的高细胞密度的心肌组织成为了可能[83,126‒128]。实验表明，基于心脏球体制备的心脏补片不仅具有自发搏动和血管形成能力，体内研究还证实其可显著促进组织再生和血管生成[127]。

基于心脏球体的生物打印技术不仅能实现类似于心脏组织的高细胞密度，还可构建具有空间异质性的工程化心脏组织。以Daly等[83]的研究为例，他们利用心肌细胞/成纤维细胞球体开发了一个局部心脏纤维化的简化模型。通过调控球体中iPSC来源的心肌细胞与成纤维细胞的比例（健康组织为4∶1，瘢痕组织为1∶4），研究人员成功构建了具有空间可控细胞组成的微组织环。该模型在健康区域与瘢痕区域表现出不同的收缩特性和电生理特征，为研究心脏纤维化及修复治疗提供了新型实验平台。

天然心肌组织具有各向异性排列的肌纤维结构，这种结构对左心室的扭转运动至关重要，是维持正常射血功能的关键[129]。目前，基于生物打印技术已经发展出多种诱导心肌细胞定向排列的方法。Zhang等[108]开发了一种基于支架的方法：通过打印包埋有内皮细胞的微纤维支架，引导后续接种的心肌细胞的定向排列，从而构建出内皮化的心肌组织。除了表面接种外，研究人员还利用微尺度连续光学打印技术，将细胞封装在图案化的GelMA支架内，成功制备出各向异性肌纤维[130]。实验表明，在三维环境中封装的心室肌细胞产生的收缩力是二维培养对照组的近两倍。具有不同排列方向的图案化支架表现出不同的收缩力，均优于平面培养的收缩性能。Tsukamoto等[131]结合逐层组装与生物打印技术，开发出控制心脏组织取向的方法。该方法通过3D打印的凝胶框架，线性塑造心脏组织，从而控制细胞排列方向。另一种用于控制细胞排列的新方法是利用iPSC来源心肌细胞（iPSC-CM）所构建的各向异性器官构建块（aOBB），将其制成致密的生物墨水，用于挤出式生物打印[109]。这些aOBB由排列整齐的心肌细胞构成，呈现为长条形的微组织块。在挤出打印过程中，受剪切和拉伸作用力影响下，生物墨水中的aOBB沿着打印路径定向排列，最终形成含有取向排列心肌细胞的宏观纤维[图2(a)][48,109,112,132]。

建立功能性血管系统对于厚壁心肌组织的生物打印至关重要。天然心脏具有高度血管化的特征，其分级血管网络不仅负责运输营养物质和氧气，还支持多细胞间通讯、组织成熟和功能维持[90,133]。考虑到组织氧气扩散极限约为200 μm，当生物打印的心肌补片超过这一厚度时，血管化策略的必要性就尤为突出[120]。目前已经提出了多种血管网络构建策略，涵盖从微尺度毛细血管到大尺度主动脉的不同层次[110‒111,134‒138]。在微尺度血管形成方面，许多研究利用内皮细胞或内皮祖细胞的自组装特性，成功构建了血管化的心脏球体或补片[81,117,121,126,136,138]。内皮细胞可以与心肌细胞及其他支持性细胞一起进行生物打印，以创建血管化的心脏构建体。例如，Zhu等[132]利用微尺度连续光学生物打印技术，制造了具有复杂3D微结构的预血管化组织[图2（b）]。这些工程化组织包含了多种细胞类型模拟血管的构成，并在水凝胶中精确控制空间结构，从而无需使用牺牲材料或灌注技术。研究人员还结合生化信号（如血管内皮生长因子）和机械刺激[133]等促进微血管形成和成熟的因素，采用细胞共培养方法构建血管网络。例如，Lu等[136]开发了一种电刺激方法，通过共培养iPSC-CM和人脐静脉内皮细胞（HUVEC），显著增强心脏构建体中的微血管形成。电刺激不仅促进了HUVEC的伸长、迁移和相互连接，还上调了相关基因的表达并增强了与心肌细胞的相互作用。对于中尺度血管，可以通过多种“自上而下”的方法来构建，包括逐层组装、牺牲模板法、间接生物打印、嵌入式生物打印[110]、立体光刻、扩散诱导凝胶化和同轴生物打印[139]等，文献[133]对此有详细论述。

心脏瓣膜（包括三尖瓣、二尖瓣、肺动脉瓣和主动脉瓣）在引导血液在四个心脏腔室中的单向流动方面起着至关重要的作用。对于先天性心脏瓣膜缺损等严重病变，通常需要进行手术置换。已有研究[140]通过采用不同的生物墨水进行主动脉瓣的生物打印，以复制瓣膜功能所必需的解剖结构和异质性特征。Butcher课题组[34,38,141]在该领域取得了一系列进展：他们使用聚乙二醇-二丙烯酸酯（PEG-DA）成功打印出异质性主动脉瓣，接种的间质细胞在三周内保持近100%的存活率；开发了活性海藻酸盐/明胶水凝胶瓣膜导管，包裹有空间图案化的双细胞（平滑肌细胞和主动脉瓣叶间质细胞），并显示出较高的存活率；还制备出甲基丙烯酸透明质酸/甲基丙烯酸明胶制成的三叶瓣导管，可支持包埋间质细胞的存活和细胞外基质的沉积。此外，研究团队探索了使用I型胶原水凝胶作为心脏瓣膜生物打印的生物墨水[142]。经大鼠皮下植入实验证实，间充质干细胞打印的构建体可发生重塑转变。最近的一个进展是Immohr等[112]创建了3D模型，用于研究钙化性主动脉瓣疾病的致病机制。这些构建体在海藻酸盐/明胶水凝胶中模拟了瓣膜的异质性，并支持了21 d的瓣膜间质细胞和瓣膜内皮细胞的共培养[图2（c）]。

生物打印技术的最新突破使得规模化构建软组织成为可能，这为全尺寸人工心脏的工程化制备迈出了重要一步。Lee等[143]提出的创新方法尤为瞩目：他们利用悬浮水凝胶自由可逆嵌入（FRESH）技术，成功将未改性的胶原蛋白3D生物打印成复杂的心脏构件。该技术能以高分辨率（约20 μm）打印纤维结构，并已用于高保真度的多尺度血管和新生儿尺寸的人类心脏模型构建。基于这一技术，研究人员进一步根据患者特异性磁共振成像（MRI）数据，采用海藻酸盐材料通过FRESH技术打印出全尺寸的成人心脏模型[图2（d）][48]。

最新研究进一步运用FRESH技术成功开发具有流体泵送功能的心脏管状结构，可模拟心室的生理功能[82]。这些心脏管状结构采用胚胎干细胞来源的心肌细胞（ESC-CM）和成纤维细胞进行细胞化，形成了可灌注的构建体，能够维持超过四周以上的同步收缩。研究发现，在管状结构表面形成了密集的相互连接的心肌细胞层，这些细胞表达了肌原纤维的Z线标志物，特别是肌节α-辅肌动蛋白。该心脏管结构表现出自发的各向异性的电传导特性，ESC-CM的典型传导速度约为5~6 cm∙s-1，通过每次收缩能有效地驱动管腔内流体运动。尽管在解剖复杂性方面不及天然心脏，且泵送速度较低，但这项开创性的工作证实了功能性人体心脏泵的工程化可行性，为后续工程化奠定了基础。值得注意的是，在构建功能性心脏补片时，复制相似的电生理特性至关重要——工程化组织和宿主组织之间的电特性不匹配可能导致折返性心律失常或传导阻滞[120]。未来策略或将生物打印技术与导电材料相结合，以更好地模拟人类心脏的电生理特性[106]。

当前研究表明，针对不同应用场景定制理想心脏组织的生物打印仍面临诸多挑战。值得注意的是，“理想组织”的定义标准及相关挑战因应用场景而异。虽然某些目标（如组织成熟度和异质细胞相互作用）是共性需求，但其他目标则表现出差异甚至矛盾。例如，药物筛选的重点在于可重复的、高通量的构建体生成，倾向于几何形状与成分简化的微型化心脏组织，同时保留最小的必要结构和功能特性[90]。相反，组织替代治疗则需要高度复杂化，以忠实再现心脏固有的解剖结构和生理功能。目前面临的重大技术挑战包括：工程化各向异性结构、厚组织血管化、导电特性构建以及扩大构建体体积等。因此，构建针对不同应用的“理想组织”标准体系，对指导特定用途构建体的审慎制备至关重要。

3.2 肝脏生物打印

肝脏复杂的细胞结构支撑着其多样的代谢与合成功能。作为核心功能细胞，肝细胞以肝小叶为基本单元有序排列——小叶中央静脉向周边放射状延伸出的肝索结构，末端连接着门管三联体[144]。肝索间由窗孔型内皮细胞构成肝血窦，这种特殊结构不仅实现了物质高效交换，还形成了肝细胞功能的区域划分。库普弗细胞清除窦状隙中的病原体和碎屑，星状细胞调节纤维化，胆管细胞管理胆汁分泌。这些细胞协同作用，共同调节葡萄糖、脂肪、蛋白质、胆固醇和维生素代谢，合成血清蛋白，完成解毒功能等[144‒145]。

肝细胞的再生能力使肝脏能够迅速从损伤中恢复[146]。虽然组织工程一直试图复制这种再生能力，但传统方法在组织体积和结构保真度方面均未能达到理想效果[147‒148]。3D细胞培养方法的出现更好地模拟了肝组织结构和生物力学特性，推动了体外肝组织生物工程的进展[149‒150]。早期研究中，Kang等[151]使用海藻酸盐支架延长了原代肝细胞的培养周期；Wang等[152]则采用快速成型技术制造了肝细胞-明胶复合结构；Arai等[28]开发了基于人工支架和喷墨生物打印机的肝脏构建体；而Ma等[43]创建了基于3D水凝胶的三种细胞共培养模型，用于药物筛选和疾病建模[图3（a）][35,43,153‒154]。这些进展克服了传统体外培养的局限性，对于药物筛选和疾病机制研究提供了技术支持[155]。

开发广泛可获得的肝脏模型尤为重要，以提供一个能够忠实再现临床前人体环境的平台。这样的模型现已成为药物筛选和深入了解疾病机制的不可或缺的工具。近年来，3D培养技术发展显示了很大的潜力。Chang等[156]开发了一种微器官装置用于动态药物筛选；Bhise等[157]设计的芯片肝脏平台可维持肝细胞长期培养；Norona等[158]建立的模型能研究肝纤维化和库普弗细胞作用机制；而Sun等[159]的3D打印模型则揭示了在抗肿瘤药物筛选中肿瘤相关基因的表达差异。这些研究印证了3D生物打印模型在提高药物筛选准确性和阐明耐药机制方面的潜力。

在肝脏生物打印领域，挑战在于构建肝小叶和复杂的血管系统。尽管已有研究成功打印出肝结构，但具备血管网络的体外肝窦模型仍鲜有报道。针对这一难题，多项研究通过牺牲生物打印、挤出式生物打印和同轴生物打印等技术，在工程化肝脏的3D结构中成功整合了血管网络。Kang等[151]利用预设的挤出式生物打印技术成功在高度血管化的结构中制造了肝小叶。Hassan等[160]采用多材料生物打印技术构建了复杂的组织，这些组织在打印后可植入体内并保留其3D结构。Maji等[161]近期开发的单步生物打印技术，可同时打印芯片平台并生成一个可灌注的体外血管化肝窦模型（LSOC-P），该模型相较于其他3D和2D模型显著增强了肝细胞的活力、增殖及肝脏特异性基因和蛋白质表达水平。这些研究标志着肝脏组织复杂性的构建方面取得了重要进展，为未来治疗应用奠定了基础。

3.3 肾脏生物打印

生物打印技术已成为推动肾脏再生的重要途径，其通过构建工程化的3D肾脏组织模拟天然肾脏的复杂结构，为解决移植供体器官短缺问题提供了新思路。Yu等[139]的一项重要研究利用患者来源的细胞制备生物墨水，成功生物打印出具有功能的血管化肾脏组织。这项突破性工作不仅验证了构建低免疫排斥性、高生物相容性的复杂肾脏结构的可行性，更为肾脏再生领域的实际应用开辟了新路径。同样，Jia等[162]通过整合肾脏细胞进行生物打印，其研究强调了在生物打印构建体中保持肾脏细胞的活力和功能性的重要性，为开发用于移植和再生医学的生物工程肾脏奠定了基础。这些在生物打印肾脏构建体方面的进展标志着该技术有望革新再生领域，提供了治疗干预的新途径，并解决了器官移植相关的挑战。

在肾脏再生领域构建生物打印的肾小球和肾小管结构，需统筹考量多重因素以实现对肾脏组织功能和解剖结构的复现。负责血液过滤的肾小球结构极其复杂，其构建需要选择合适的生物墨水和生物打印技术。Homan等[35]和Zhang等[108]的研究强调，必须精确模拟由足细胞、内皮细胞（ECs）及系膜细胞构成的肾小球滤过屏障精细结构[图3（b）]。此外，成功实现过滤功能还必须解决肾小球结构的生物力学特性问题。对于生物打印肾小管结构（在重吸收和分泌中起关键作用），需要考虑选择与近端和远端肾小管特有功能相兼容的生物墨水材料。

近年来，在生物打印功能性肾单位（肾的结构和功能单位）方面取得了显著进展，为肾脏再生和移植提供了潜在解决方案。Homan等[35]和Jia等[162]的研究展示了在构建复杂肾脏结构（包括肾小球和肾小管组成部分）方面的突破，旨在复制肾单位的复杂过滤和重吸收功能。血管化的整合对于实现适当的灌注和功能至关重要，克服了营养扩散受限的障碍。尽管取得了这些进展，但仍存在若干挑战。实现肾单位的精确细胞组成和结构，特别是复杂的肾小球过滤屏障，仍然是一个重大障碍。此外，确保体内的长期功能性、细胞成熟度和免疫兼容性也是持续的挑战。要突破这些障碍，亟需材料科学、生物学和医学领域研究人员之间的持续合作，协同推动生物打印技术向构建全功能肾单位迈进，最终实现有效的肾脏再生治疗。

3.4 肺脏生物打印

肺是为气体交换而优化的器官，由气管、支气管和细支气管构成的传导区以及由假复层纤毛上皮衬里的呼吸道组成，该结构有助于空气传导和黏液纤毛清除[163]。随着进入呼吸区，内衬变为呼吸性细支气管和肺泡中的简单立方和鳞状细胞[164‒165]。肺泡是气体交换发生的地方，由负责扩散的Ⅰ型肺泡细胞和分泌表面活性剂以减少表面张力的Ⅱ型肺泡细胞组成[166]。这些高度专业化的肺结构协同工作，完成呼吸这一重要的生理过程。

类似于其他中空器官，在生物打印中肺脏最好通过将其分为具有独特腔体的不同单元来处理[167]。肺脏生物打印的核心目标是：基于患者个体化需求，构建具备生理学精度的个性化肺组织。这要求对肺脏生理学有深入的理解并设定明确的功能参数。肺组织工程中生物打印的显著优势在于其能够构建个性化的功能隔室，复制生理活动，并准确再现器官的3D结构。

尽管人类肺泡模型的生物打印已取得部分成功，但复现复杂的肺部结构仍面临重大挑战，这制约了再生肺组织研究的深度和广度[168]。Kim等[169]提出了一种创新的气管重建方法，为节段性气管缺损的长期功能修复提供了新方案。Kang等[170‒171]利用喷墨生物打印技术构建了由四种人类肺泡细胞系组成的3D肺泡屏障模型。da Rosa等[172]从人类脐带中分离出沃顿氏胶间充质干细胞，并将其分化为各种肺细胞类型，随后使用海藻酸/明胶生物墨水进行生物打印。Ng等[173]采用DOD生物打印技术构建了由人类肺上皮细胞、人类内皮细胞和人类肺成纤维细胞组成的三层人类肺泡模型。这些生物打印的肺泡模型不仅保持了细胞活力，其增殖特性与打印细胞高度一致，为建立真实可靠的人肺体外疾病模型提供了极具潜力且可规模应用的研究工具。

重建血管网络对于移植组织细胞的存活和生长至关重要，而确保有效的气体交换是3D生物打印肺组织开发中的关键方面。Grigoryan等[153]使用光聚合水凝胶设计了3D传输系统，展示了创建复杂血管网络和功能性瓣膜的潜力[图3（c）]。Horváth等[174]开发了一种3D肺泡模型的生物打印技术，该模型精准模仿了人体气血屏障；尽管细胞仅维持了三天活性，但该技术在高通量筛选方面优于手工构建方法。

总体而言，优化每个功能单元的参数对于提高肺脏生物打印技术至关重要。这种优化对改善肺组织中复杂功能单元和微环境的重建至关重要。

3.5 胰腺生物打印

胰腺是一种大型且复杂的腺体，具有双重功能：其外分泌部分（占胰腺的大部分）产生消化酶；而内分泌部分含胰岛，由五种以上的细胞类型组成，这些细胞对维持体内的葡萄糖稳态至关重要[175]。然而，胰腺生物打印研究还处于初期阶段，主要聚焦在胰岛封装技术和胰腺癌模型的构建。

针对1型糖尿病治疗，基于胰岛移植的细胞替代疗法是一个有前途的治疗方案，尽管它目前面临诸如供体短缺、免疫排斥、移植后胰岛损失、缺氧和胰岛装置的扩展等挑战[176]。当前的研究试图通过将胰岛移植与生物打印技术相结合，致力于解决一个或多个上述挑战。例如，代谢活跃的胰岛需要大量的氧气供应得以存活，移植后的缺氧问题是导致移植物失效的重要原因[177‒178]。为应对这一问题，3D生物打印被用于构建能够增强氧气供应的结构。例如，Farina等[179]开发了一种生物打印的血管化多孔封装装置，有效保护胰岛免受移植后急性缺氧的影响。

针对供体短缺问题，另一创新策略是利用人iPSC分化为胰岛素分泌性β细胞。例如，Song等[180]生物打印了一种含有iPSC源β细胞的宏孔装置，并发现微环境对于细胞的定向分化具有重要调控作用。Kim等[181‒182]开发了一种基于胰腺去细胞化基质（pdECM）的生物墨水，以再现增强胰岛素分泌和细胞成熟的天然微环境。并基于pdECM生物墨水成功制备了iPSC源类胰岛聚集体。结合多孔的PCL外壳，形成了一种用于皮下移植的混合宏观封装系统[88]。Klak等[183]使用pdECM生物墨水打印的仿生胰腺组织，在体内显示出良好的生物相容性和功能性胰岛形成能力。

在这一背景下生物打印的一个局限性是打印过程中的机械剪切应力可能损害胰岛活性[184]。因此，研究人员正在探索替代的生物打印方法。例如，Wang等[154]使用立体光刻技术进行更高分辨率的胰腺组织构建[图3（d）]。

在胰腺癌研究中，3D生物打印构建体在病理学研究和药物测试中具有重要价值[185]。Hakobyan等[186]利用激光辅助生物打印开发了外分泌球体，用于研究胰腺导管腺癌。这些由腺泡细胞和导管细胞组成的生物打印球体可作为研究胰腺导管腺癌起始的3D模型。同样，Huang等[187]创建了模拟肿瘤基质动态的模型，展示了其药物测试的潜力。

虽然在以解决1型糖尿病需求的胰岛替代策略方面已有大量研究，但在其他胰腺组织生物打印领域的探索仍然有限。鉴于胰腺的高度复杂组成和解剖结构以及其兼具的内分泌和外分泌部分的功能，3D生物打印近似天然胰腺的人工组织仍旧充满挑战。无论是作为体外模型，还是作为全胰腺不仅限于胰岛的替代供体，胰腺组织的需求仍然很大。因此，进一步的研究与开发对于在胰腺组织生物打印方面取得全面进展至关重要。

3.6 整合多种细胞类型与应对器官结构复杂性

不同器官的血管化在本质上都是为了确保细胞存活和功能所需的关键营养物质和氧气供应[188‒189]。常见的生物打印策略利用内皮细胞及其祖细胞的自组装能力，自发形成毛细血管网络[174]。这一过程通常通过联合引入支持性细胞类型（如周细胞和平滑肌细胞）来增强，它们为新生的血管提供结构支持和稳定性。将细胞共培养于生物墨水中、电刺激以及使用牺牲材料创建微血管通道等的技术进一步增强了血管网络的形成[190‒191]。

多种细胞类型的整合对于重建天然组织的复杂异质性和分层组织至关重要[81,173]。例如，使用关节软骨祖细胞和骨间充质干细胞通过双通道挤出生物打印技术修复骨软骨缺损，不仅实现了软骨和软骨下骨的同时再生，更促进了软骨、骨和血管成分之间良好的相互作用[192]。在心脏生物打印领域，联合心肌细胞、成纤维细胞和内皮细胞，不仅有助于建立血管化，还能重建心肌的导电性和收缩性[81]。类似地，肝脏和肾脏的生物打印结合了实质细胞和血管细胞，分别模拟了器官的分区和过滤功能[145,193]。

生物打印技术还必须考虑器官特异性细胞外基质，它为细胞黏附、迁移、分化和功能提供了信号。为了模拟天然细胞外基质，生物墨水通常来自去细胞化的器官和支持细胞[194‒195]。这些生物墨水需要在机械强度、生物可降解性和生物活性方面进行优化，以促进生物打印后组织的成熟。

通过先进的生物打印方法（如用于高分辨率图案的立体光刻、用于精确细胞沉积的喷墨生物打印以及用于构建较大组织结构的挤出式生物打印），能够进一步解决器官结构的复杂性问题[151]。诸如基于组织球体的生物打印等创新方法能够构建高细胞密度的结构，模拟体内组织条件[83]。

器官生物打印是通过细胞精密编排与生物材料工程的系统整合实现器官重建的过程。该过程需要对组织生物学、生物材料科学以及不同细胞类型之间的相互作用有深刻的理解。血管化的共性表明了在促进器官组织灌注和生存方面统一方法的益处，而在器官特异性生物墨水中整合多种细胞类型，强调了重建每个器官复杂性所需的多功能性和适应性。这些方法将推动再生医学、疾病建模和药物测试领域的突破性发展。

4 挑战与障碍

4.1 功能的再现

用于临床移植相关的生物打印器官不仅需要再现微环境，还必须具备生理功能。为此，应该尝试开发体外全功能器官重建技术，并建立有效性的评估标准[196]。同时，可开展体内实验研究，以评估生物打印器官的成熟度以及宿主的免疫反应。可以循序渐进逐步建立从小缺损修复到最终全器官替换的临床前试验[197]。其中，预血管化和神经再生仍将是功能性器官的先决条件[198‒199]，因此3D生物打印技术必须提供高分辨率和高精度，以构建可灌注的、有神经支配的微结构。

再现生物打印器官的功能性带来了复杂的技术挑战，需要创新的解决方案。为了实现适当的功能，必须解决细胞密度优化和在生物打印器官中需要整合多种细胞类型的难题。一个关键障碍是如何精确控制细胞在打印构建体中的空间位置，并组织不同的细胞类型，以准确模拟天然组织的微观结构[83]。这需要开发能够进行高分辨率、多材料沉积的先进生物打印技术，以重现组织复杂的细胞组成和细胞外基质特性。此外，为确保打印结构内的细胞存活、增殖和分化，需要对生物墨水配方进行彻底优化，包括选择能够模拟天然组织微环境的生物材料和生长因子[194]。生物打印组织还必须复制天然器官中的逐渐发育过程，该过程涉及细胞分化、基质重塑和组织成熟的动态过程[200]。为实现这一点，有必要建立生物活性环境，优化培养条件并引入生长因子以引导功能整合。重要的是，必须建立稳健的评估方法，以根据组织生物力学、代谢活性和对刺激的生理反应等参数来评估生物打印器官的功能性。解决这些挑战需要生物打印技术、生物材料科学、组织工程和生物医学成像领域的跨学科合作，推动临床相关生物打印器官的发展。

4.2 可重复性与标准化

尽管3D生物打印技术已取得显著进展，但仍然面临多重挑战。实体器官生物打印的成功依赖于开发具有组织特异性或患者个性化的生物材料，这些生物材料需转化为兼具高生物相容性、适宜可打印性（即黏度）、可生物降解性、促进细胞生长与血管化的生物活性以及与宿主组织整合能力等特性的生物墨水[201]。此外，生物墨水还必须能在各种生物打印模式下维持细胞存活性。为满足这些需求，学界已提出多种生物墨水制备策略，包括使用复合生物墨水[202‒203]、牺牲材料[143,204]及可同步打印多材料的改良分配系统（如同轴喷嘴和微流体通道）[205‒206]，但完全满足所有要求仍具挑战。

与此同时，技术加速发展之际，生物材料及相关生物打印技术的标准化建设尚未同步推进。解决此问题可分两阶段实施。第一阶段，即内部阶段，应推动现有标准在研究方法和成果报告中的广泛应用[207]。第二阶段，即外部阶段，需将标准化协议与准则转化为适用于不同国际规则、地区和国家的规范[207]。当前虽存在生物打印工艺标准（ISO/DIS 17296-1）[208]，但标准化范围应进一步扩展至生物材料及多元打印技术领域，并根据实际需求持续更新，以此作为建立质控体系和提升临床适用性的首要步骤。

4.3 可扩展性与成本效益

生物打印技术的规模化应用与成本效益紧密关联，需结合临床实际需求综合考量。体积性器官重建需制备高达亿级细胞量[209]。该过程在时间、人力成本及试剂消耗方面代价高昂[210]。生物墨水需含多种生长因子（如ECM和胶原蛋白）的生物材料，其提取工艺烦琐且市售价格昂贵。目前市售生物打印机报价在5万~20万美元不等，具体取决于设备性能[211]。相比之下，2020年单例实体器官移植费用已超百万美元（表2）[212]，且供体器官长期短缺[213]。加之移植术后再移植或透析等持续性治疗支出，多数患者难以承受。生物打印实体器官既能减轻患者的经济负担，又能缓解器官短缺现状。简言之，尽管前期投资成本较高，但有必要通过系统化与流程优化生物打印过程，以实现成本效益最大化并推动器官移植体系升级。

4.4 免疫系统整合与排斥问题

器官移植的成功取决于生物打印器官与宿主免疫系统的整合。鉴于生物打印器官替代物由生物材料、细胞及其他生物活性物质（如生长因子）组成，调控这些成分对于抑制免疫反应至关重要。作为生物材料，dECM相较于水凝胶更接近天然组织的微环境。具体而言，dECM是一种不含细胞的支架结构，包含细胞外分子（如弹性蛋白、胶原蛋白、层黏连蛋白、纤连蛋白及基质蛋白）[214‒218]。此外，dECM还保留了免疫调节性细胞因子，如碱性成纤维细胞生长因子、转化生长因子-β和骨形态发生蛋白等[219‒222]。当巨噬细胞对外来物作出反应时，它们会释放降解介质并分泌促炎细胞因子，如白细胞介素-6（IL-6）或白细胞介素-1β（IL-1β）[219]。然而，dECM中的细胞因子可作为调节因子调控这些炎症反应。尽管如此，dECM来源是人或动物的天然器官或组织必须从人体或牲畜中提取。且异种移植物或dECM中的残留细胞的安全性风险仍然存在。有鉴于此，必须深入研究器官替代物的生物材料与宿主组织之间的相互作用。3D生物打印技术能够以分层方式精确沉积自体原代细胞或干细胞，通过精细调控细胞密度及多种细胞类型的排列最大限度减少植入后的免疫反应[121,201]。此外，利用细胞调控细胞因子可能成为评估体内外免疫反应的一种可行途径[223‒224]。

4.5 伦理与社会考虑

为了解决生物伦理问题，生物打印技术的广泛临床应用需要在科学研究和医疗实践中实施严格的监管法规[225]，涵盖捐赠、材料操作、储存及应用（商业和研究用途）的知情同意协议。基于人权考量，制定并执行有关生物打印及其产品的安全性、质量控制和操作效率标准至关重要且必不可少。必须成立专门委员会以制定并监督涵盖生物打印技术开发及应用的技术、伦理及法律层面的指导方针。对于所有患者（包括未成年人和无法提供同意者）建立强有力的法律保障至关重要。此外，必须制定规范生物打印人体器官及组织的商业化、成本以及非法交易处罚的法规。

尽管如此，相较于动物来源等其他技术解决方案，人类器官再生似乎引发的伦理担忧较少，从而在初期阶段可减轻相关顾虑[226]。此外，生物打印技术显然具有变革人类组织器官修复与替代的潜力。尽管如此，从生产到最终结果的整个流程中，伦理监督至关重要，同时还需兼顾可及性、公平性、生物兼容性及工程上复制天然器官的义务。图4展示了这些伦理考量，包括细胞来源、人类生物学修饰、患者自主权以及对生物打印组织/器官实现公平获取的关键需求。

5 未来发展方向

5.1 有望克服现有挑战的研究方向

随着人体规模体积器官生物制造需求的持续增长及生物打印技术的迅猛发展，制造功能性、可移植且结构复杂的组织器官已成为当务之急。生物打印机与打印工艺（如多细胞/多材料系统[227]）的进步彰显了快速规模化生产组织器官的潜力。为应对天然组织器官的复杂性，混合生物打印策略被视为未来发展方向。通过整合多种生物打印技术，可显著提升制造过程的可行性和工艺效率[228]。此外，基于现有生物墨水的多通道、多材料自由成型生物打印技术在构建大型结构及天然组织异质性方面展现出巨大前景。然而，复杂结构打印耗时过长且精度不足等问题亟待解决。体积生物打印（即一种快速打印方法）凭借秒级快速成型能力，在制造可扩展结构方面潜力显著[229]，但其材料组合复杂度仍受局限。因此，将体积生物打印与其他方法相结合的“体积生物打印+”模式，有望突破材料组合复杂度的限制。例如，Größbacher等[230]近期报道的熔融电写与体积生物打印联用技术，已成功实现多材料、多细胞复杂几何结构的制备。智能生物打印与人工智能/机器学习技术的融合，将进一步强化质量控制和过程可控性。

开发兼具特定生物功能、高精度打印性以及优异生物打印机/打印软件兼容性的新型材料是另一个重要研究方向。深化对天然细胞外基质（ECM）的认知尤为关键，通过模拟复杂的ECM成分和梯度分布，可以创造具有特定功能的生物活性材料[231]。此外，基于仿生学的研究致力于开发适应性材料，该类材料响应外界刺激自主重塑形态、特性或功能，从而为细胞生长与组织功能维持创造有利条件[232]。血管化构建的挑战是另一个研究方向。为克服厚度超过100~200 μm组织中央区域的缺氧导致的细胞死亡，需协同整合生物打印与血管化策略[233]。

在再生医学领域，采用患者来源的诱导多能干细胞（iPSC）进行生物打印前景广阔，但在细胞分离和分化（尤其是内皮祖细胞）方面存在挑战[234]。该过程耗时漫长且存在限速步骤，加上生物打印所需的细胞数量庞大，亟须建立高效的分化方案和潜在的自动化手段，以确保细胞群体的均一性。同时，“器官芯片”的3D生物打印技术也备受关注，该技术将类器官集成到微流控设备中，通过对微环境精准调控，从而构建生理相关结构组织[235]。其优势在于：细胞和材料的精确定位沉积以及基于患者个体化需求定制组织及脉管系统。尽管当前技术主要局限于特定细胞类型，但未来的发展应着力整合患者特异性细胞，以规避免疫排斥风险。

另一个前瞻性研究领域是四维（4D）生物打印，该技术通过融合时间维度（第四维）与3D生物打印，可构建响应外界刺激、细胞融合或打印后自组装过程的动态结构[236]。这一前沿技术核心突破在于实现了形态/功能的刺激响应型动态重构，突破传统3D打印技术局限，制备了高分辨率和复杂的动态结构 [237]。此外，先进生物材料、高精度打印工艺、血管化策略、患者来源的细胞以及集成了检测系统的生物打印机的发展为术中生物打印（IOP）提供了可能。IOP工艺直接在活体上构建组织，将在下一节讨论。

5.2 器官生物打印的技术创新与新兴趋势

3D生物打印技术的进步正推动组织制造从补片级构建向复杂功能器官跨越。初期的生物打印聚焦单一材料结构，如今已发展为整合多种生物材料、细胞类型和生物墨水，以构建复杂的多细胞结构[14]。具有可调机械性能与生物活性分子的生物墨水实现了对细胞行为及组织形成的精确调控。此外，挤出式、喷墨式和激光辅助生物打印等打印技术的进步提供了差异化分辨率和可扩展性，以适配不同组织类型与应用场景[238]。突破性技术（如立体生物打印与嵌入式打印）将生物制造推向新高度，这些技术能够在数秒内即可打印含功能性血管的数厘米级复杂结构[239]。向更大器官的过渡要求生物打印的构建体必须包括血管化和神经化，这对于维持较大体积的组织至关重要。牺牲打印和在既有脉管系统周围进行生物打印等技术促进了功能性血管在工程化组织中的整合[197]。同样，诱导神经向内生长和促进神经元连接的策略增强了生物打印构建体的生理相关性[240]。支架设计、细胞图案化和器官芯片技术的进步加速了该进程。无支架生物打印技术，如基于球体的组装和细胞片层工程，可构建具有器官特异性结构和功能的3D类器官[241]。此外，器官芯片平台将生物打印组织与微流体系统整合，以精准模拟器官水平的生理过程和药物反应[242]。这些3D生物打印技术的突破为个性化医疗、疾病建模和药物发现开辟了新途径。

IOP生物打印作为融合3D生物打印与手术操作的前沿技术正快速发展。简而言之，其技术演进路径为从非生物相容的3D手术模型到生物相容性的假体/器官替代物再到IOP打印。该技术已经在皮肤[243‒244]、骨骼[244‒245]、软骨[246‒247]、肌肉[246,248]和内窥镜治疗[249‒250]领域实现初步应用。由于IOP技术在手术环境中实施，因此会引发一些担忧。首先是设备材料的临床合规性。生物打印机、生物墨水及细胞来源需满足无菌化与临床级标准。其次是多学科协同机制需保证外科医生和工程人员之间的深度协作。最后是转化医学验证。IOP打印仍处于发展阶段，虽然其在肌肉骨骼组织再生的小动物模型中被验证有效，但大动物模型及实体器官的验证仍亟待推进，以加速将IOP打印从实验室向临床转化。

6 从实验室到临床的进展

6.1 临床前研究与转化研究

在开展临床前应用和转化研究之前，必须对生物打印器官构建体进行评估，以衡量其在解剖结构、分化程度及功能活性方面与天然组织的相似性。为了观测微观结构，常用的工具包括明场显微镜和电子显微镜[即扫描电子显微镜（SEM）和透射电子显微镜（TEM）]。明场显微镜作为最简易的常规方法，通过样本反射白光捕捉肉眼可见图像，可通过物镜调整放大倍数捕捉染色/未染色样品的图像。但其最大放大倍数通常限制在100倍，难以观测微观或纳米尺度的精细结构或细胞[251]。电子显微镜由于涉及较短的波长，分辨率高于光学显微镜[252]，可揭示小于100 nm的超微结构特征[253]。SEM通过高能电子束轰击样本表面，电子流与样品的相互作用生成高精度的栅格图像[254]，其分辨率可达200万倍，通常用于心脏[255]、肝脏[61]、肾脏[256]、肺[257]和胰腺[258]等可视化生物打印器官结构的表面成像。然而，SEM尽管具有高分辨率和3D成像的优势，但仍存在局限性，即只能生成黑白图像，无法显示染色样品，且需要破坏性制样步骤[259]。相比之下，TEM通过电子束穿透样本以收集晶体结构、成分和形态等信息[260]。其分辨率可高达500万倍，但仅适用于超薄的2D样品[261]。

评估生物打印器官构建体的成熟度时，染色技术是定性和定量解析组织再生和分化程度的金标准。在这方面，免疫荧光、免疫组织化学和免疫细胞化学被广泛用于体内外生物打印器官构建体的结构分析。免疫荧光利用抗体定位靶蛋白，涵盖免疫组织化学和免疫细胞化学[262]。在此概念范围内，免疫组织化学通常指从组织中提取样本并加工成薄片进行染色[263]。而免疫细胞化学聚焦单细胞染色，因此可以去除ECM等基质成分[263]。此类组织学分析虽能有效识别器官特异性标志物的分布和丰度，但仅限于二维平面信息。因此，要检测3D结构，需要借助3D成像技术。

计算机断层扫描（CT）与磁共振成像（MRI）是主流3D成像技术。CT图像是通过多角度的2D X射线投影并重建的3D图像，样本2D像素在重建过程中转为3D体素[264]。CT的诸多好处之一是它是非破坏性检测，可同步观察内部和外部结构[265]，但存在辐射暴露及软组织显影能力不足的局限[266]。MRI作为另一种非侵入性技术，兼具硬软组织3D成像能力[264]。得益于该特性，MRI广泛应用于肌肉骨骼系统、血管网络、神经结构的人体解剖成像及生物工程替代物评估[267]。虽然人体器官中获得的MRI图像可以提供精准解剖图谱，但其扫描耗时相对较长，且需受试者全程保持静止。

自从生物打印技术问世以来，模拟器官整体结构与功能的研究持续推进。随着生物打印器官的发展，功能评估方法也日臻完善。以心肌为例，这类不随意肌的正常收缩频率需维持在60~120次·min-1（bpm）[268‒269]，故评估生物打印心脏组织时，需检测收缩振幅与面积、搏动频率以及与宿主组织的同步收缩功能[270]。生物打印肝脏模型的肝功能则通过白蛋白分泌量、CYP3A4酶活性[157]结合肝脏特异性基因（如ZO-1、MRP2和CK18）表达及肝脏特异性蛋白（如A1AT、铜蓝蛋白和转铁蛋白）的分泌功能进行评价[271]。肾脏功能评估依赖于近端小管功能检测及与小管成型相关基因表达（如HNF4A、CUBN、LRP2和SLC12A1）分析[272]。鉴于肺脏在呼吸周期中会自主扩张收缩的动态特性，新型生物打印肺模型通过气道通道中周期性通气与血管通道持续灌注[273]，使灌注的红细胞氧饱和度水平达> 90%，接近正常水平（95%~100%）。其层状结构可通过免疫荧光（如水通道蛋白-5、小窝蛋白-1和表面活性蛋白前体C）及免疫组化（如马松三色染色）在组织学切片中观测[173‒174]。胰腺模型需要重点解析胰岛细胞组成比例（α细胞占20%，β细胞占70%，δ细胞占比少于10%，γ细胞占比少于5%，ε细胞占比少于1%），该特定比例是内分泌激素相关的α、γ、δ和ε细胞工程和调节的关键条件[274]，其微结构则通过免疫荧光（如凝集素）和免疫组化（如苏木精和伊红染色）染色进行验证[275]。

基于上述分析方法，可评估预测临床结果的临床前模型。在心脏领域，通过改良患者特异性生物墨水、血管化策略及小鼠体内外的应用，多种生物打印心脏模型已取得进展[108,116,121]。借助电场刺激、3D收缩室等细胞外部干预手段，成功模拟生理条件并加速组织成熟[276‒278]。到目前为止，已实现解剖结构精准的心脏补片、类天然组织脉管系统及功能性移植组织。然而，完全功能性生物心脏打印及其与宿主的整合仍是挑战。

相较之下，肝脏芯片平台广泛用于评估组织在不同条件下的反应，如组织对病毒（如嗜肝性乙型肝炎病毒）感染及氧气/激素（如胰岛素和胰高血糖素）梯度的响应[279‒281]。相关研究[157,282]为原代肝细胞长期培养、代谢机制和药物偶联代谢分区提供了关键数据。但基于生物打印制造的肝芯片的研究报道较少，亟需更多的体内实验验证肝脏构建体的相容性、降解率及毒性，以满足临床试验需求[283‒284]。同理，为研究药物筛选与肾脏疾病开发的肾脏芯片包括肾小球芯片、肾小管芯片及可灌注芯片等多元体系[285‒288]。其体外实验结果显示，这些芯片能重构人类肾脏过滤屏障并形成成熟的脉管系统以提升肾小管和肾小球的成熟度。但肾功能水平与打印后成熟度较天然肾脏尚需显著提升。

在呼吸系统疾病[如严重急性呼吸综合征（SARS）和新冠病毒肺炎（COVID-19）]的多次爆发之后，针对生物打印肺模型的各种临床前研究持续推进[289]。虽然现有模型尚未实现病毒接种，但该技术一旦突破，将在发病机制研究、COVID-19后遗症分析及药物研发领域展现重大临床前价值[289]。从技术层面而言，鉴于肺部结构由精密的肺泡（直径：100~200 mm）与肺泡囊（直径：400 mm）构成，需显著提升打印的分辨率方能精准复现其解剖结构和功能特性[290]。相较之下，生物打印胰腺模型在治疗1型糖尿病（T1D）领域潜力显著。其技术优势在于通过3D生物打印技术实现多细胞类型在预设空间方位及复杂构型中的精准排布。近期发展指向胰腺芯片技术的突破，该技术将从胰腺实质重建延伸至胰腺功能障碍机制解析及T1D治疗策略探索[291‒292]。表3 [35,43,108,116,121,159,161,173‒174,186‒187]汇总了当前用于临床前研究的3D生物打印组织器官的代表性案例。

6.2 器官移植与个性化医疗的未来影响

生物打印的核心目标在于制造具有活性和功能性的组织与器官结构，旨在修复或替代受损及功能障碍的组织与器官。因此，组织工程医疗产品[293]与生物打印组织器官的临床转化至关重要且充满挑战[294]。各国对生物打印器官临床转化的监管要求存在差异。根据美国食品与药品监督管理局（FDA）的规定，首要考量在于生物打印组织和器官应归类为医疗器械还是最低限度修饰的组织（如脱细胞组织移植物）。鉴于通过生物墨水沉积构建组织需经历复杂加工流程，生物打印组织器官极难满足“最低限度处理”的标准[197]。尽管如此，部分组织工程产品已通过510(k)途径获批上市，这为某些生物打印组织提供了可循先例[295‒296]。基于风险分类体系，FDA批准路径有所区别：对于I类和II类器械需遵守510(k)法规，而Ⅲ类器械则需提交上市前批准申请[297]。向FDA提交的510(k)上市前申报材料需证明新型器械与现有产品具有“基本等同性”[136]。2010—2015年间，约80项通过增材制造生产的医疗器械获得FDA 510(k)许可[298]。这些不包含生物成分的器械主要用于植入，其中骨科器械占53%，颅脑/神经器械占7%，牙科器械占6%，另有34%作为手术导板使用。然而含活体组织的产品审批流程仍显复杂，迄今尚未获准上市。当涉及生物制品时，仅凭510(k)许可通常不足，往往需要补充上市前批准或生物制品许可申请。

脱细胞生物打印支架很可能归入II类医疗器械范畴，需符合性能标准并接受特殊审查，包括体内性能测试、非临床性能评估以及无菌性、保质期和生物相容性检测。细胞化生物打印组织则多数将被列为III类医疗器械，需要提交全面的上市前批准申请。若这些组织被认定为新型且区别于市面现有产品，该分类的可能性更高[197]。对于更复杂的生物打印实心组织器官目前尚无同类产品或获批替代品。以心脏等实体组织为例，首要关键步骤是构建能模拟生理功能的微型器官作为药物毒性评估平台及患者特异性心脏疾病模型[143,299]。鉴于研究的快速进展，预计未来五年内有望实现该目标。随后，重点将转向制造功能性器官，在临床前动物模型中开展测试，从动物小型概念验证研究逐步过渡到模拟人体生理的大型模型，最终推进至人体临床试验。其中第三阶段临床试验是生物打印实体器官获监管批准的前提条件。但由于技术挑战，该阶段的确切时间难以预估，可能长达数十年[197]。图4完整展示了从功能性组织研发、临床前测试、临床试验到患者定制化医疗应用的生物打印组织器官转化路径。

2007年，美国加州Organovo Holdings公司率先进入生物打印领域，成功推出功能性生物打印血管。2014年，该司使用NovoGen MMX生物打印机成功制备肝脏组织，其商业化产品ExVive3D 人类肝脏组织被应用于临床前药物研发测试。该打印肝组织可维持至少42 d的生理功能[300]。自Organovo成立以来，众多生物打印企业相继涌入市场[301]，包括多家初创公司、衍生企业及3D生物打印机构，共同推动这项创新技术的商业化进程。基于生物打印产品的早期成功与新颖应用，行业预测其将创造可观市场价值[302]。2023年年初FDA宣布，新药研发流程将不再强制要求人体试验前进行动物试验，这彰显了生物打印技术在体外药物开发领域的巨大潜力。而生物打印技术能否成为先进临床前药物测试的标准方法，取决于其可重复性、质量控制及自动化水平的深入探索。行业报告显示，2022年全球生物打印市场规模达20亿美元，预计2023—2030年间将以12.5%的复合年增长率扩张，到2030年有望实现53亿美元营收[141]。

根据美国国家医学图书馆（NLM，网址：https://clinicaltrials.gov/）临床试验数据库最新记录，目前仅有一项以“3D生物打印”为关键词的注册研究。这项观察性研究[国家临床试验编号（NCT）：NCT04755907]验证了3D生物打印肿瘤模型在预测结直肠癌化疗疗效方面的潜力[303]。表4汇总了与3D生物打印组织器官相关的临床研究进展。与此同时，多家企业正积极推动技术创新。临床阶段生物技术公司3DBio Therapeutics（美国）于2020年启动的1/2A期临床试验（NCT04399239）中，成功为先天性小耳畸形患者植入首个3D生物打印人体组织——利用患者软骨细胞定制的个性化耳廓移植物（AuriNovoTM）。该移植物完全匹配患者健侧耳的形态尺寸，使3DBio成为全球首家实现人体植入生物打印组织的企业[304]。尽管该研究结果尚未正式发表，且打印耳廓的长期形态维持能力有待观察，此项突破仍标志着科学进步的重大飞跃。另一项合作项目中，生物技术公司United Therapeutics（美国）和3D Systems（美国）共同研发出一种用于动物模型气体交换的脱细胞复杂3D打印人类肺支架。该支架由44万亿个组件（体素）组成，包含4000 km的肺毛细血管和2亿个肺泡。下一步合作方计划将患者个性化干细胞注入支架中，以培育可供移植的活性人造肺[305]。

在向个性化医疗转型的进程中，生物打印技术为实现规模化治疗开发及个性化疾病管理提供了新机遇[306‒307]。这项多功能的制造技术虽无通用解决方案，但其按需制造的特性有望缓解日益严峻的器官短缺问题。通过体外器官建模精准复现人体生理机能，该技术开辟了定制植入物和药物创新的新路径，有力推介了个性化医疗发展。通过实现诊断和干预高效联动、患者影像数据向定制植入物/假体的转化以及基因疗法与再生医学的进步，生物打印技术有望重塑定制化医疗保健体系。

总体而言，尽管全功能生物打印实体器官（如心脏、肾脏、肝脏、肺和胰腺）的临床应用仍需数年，但技术进展迅猛。根据当前的研究轨迹预测，若无监管政策或技术突破改变进程，生物打印实体器官有望在2042年前获得临床批准成为可行移植方案[197]，这将显著缓解当前供体器官严重短缺的困境。然而该领域仍面临诸多挑战，包括多种细胞类型整合、全功能的多尺度脉管系统构建以及实现类天然器官的组织功能。临床转化还需突破大规模细胞生产与分化技术，建立促进打印后组织成熟的生物反应器平台并制定适用于器官级构建体的完善监管框架。最终推动这项先进生物制造技术从实验室走向临床，需要科学家、临床医生与监管机构形成协同创新网络。

7 结论

本文深入探讨了生物打印技术在实体器官制造领域的进展。该技术标志着生物医学领域的重大突破，使我们更接近为患者定制个性化移植器官的目标——不仅可复现器外部解剖结构，还能构建维系功能的内部血管网络与复杂脉管系统。同时本文也指出，生物打印技术在实现临床转化前仍需攻克多重挑战。确保生物打印器官的安全性与可靠性至关重要，这要求通过严格测试和监管验证来保障其有效性与安全性。此外，本文深入探讨了生物打印设计的伦理问题，重点关注细胞来源及人类生物学修饰的影响。平衡生物打印的变革潜力与伦理考量构成一个多维度挑战，亟待全面审视。总体而言，本文强调了生物打印在革新器官移植和个性化医疗中的潜力，有望缓解器官短缺困境并提供定制化治疗方案。尽管面临挑战，临床转化前景广阔，将拓展医疗边界以更有效地满足患者需求。这项革命性技术终将为人类医疗健康开启全新可能。

参考文献

原文顺序 | 出版日期 | 本文引用
[1]

Agarwal S, Saha S, Balla VK, Pal A, Barui A, Bodhak S. Current developments in 3D bioprinting for tissue and organ regeneration—a review. Front Mech Eng 2020;6:6589171. . 10.3389/fmech.2020.589171
[2]

Matai I, Kaur G, Seyedsalehi A, McClinton A, Laurencin CT. Progress in 3D bioprinting technology for tissue/organ regenerative engineering. Biomaterials 2020;226:226119536. . 10.1016/j.biomaterials.2019.119536
[3]

Israni AK, Zaun DA, Gauntt K, Schaffhausen CR, McKinney WT, Miller JM, et al. OPTN/SRTR 2021 annual data report: deceased organ donation. Am J Transplant 2023;23(2):S443‒74. . 10.1016/j.ajt.2023.02.010
[4]

Yu C, Schimelman J, Wang P, Miller KL, Ma X, You S, et al. Photopolymerizable biomaterials and light-based 3D printing strategies for biomedical applications. Chem Rev 2020;120(19):10695‒743. . 10.1021/acs.chemrev.9b00810
[5]

Groll J, Boland T, Blunk T, Burdick JA, Cho DW, Dalton PD, et al. Biofabrication: reappraising the definition of an evolving field. Biofabrication 2016;8(1):013001. . 10.1088/1758-5090/8/1/013001
[6]

Zhang B, Luo Y, Ma L, Gao L, Li Y, Xue Q, et al. 3D bioprinting: an emerging technology full of opportunities and challenges. Biodes Manuf 2018;1(1):12‒3. . 10.1007/s42242-018-0004-3
[7]

Murphy SV, Atala A. Organ engineering-combining stem cells, biomaterials, and bioreactors to produce bioengineered organs for transplantation. BioEssays 2013;35(3):163‒72. . 10.1002/bies.201200062
[8]

Murry CE, Keller G. Differentiation of embryonic stem cells to clinically relevant populations: lessons from embryonic development. Cell 2008;132(4):661‒80. . 10.1016/j.cell.2008.02.008
[9]

Scalea JR, Lee YS, Davila E, Bromberg JS. Myeloid-derived suppressor cells and their potential application in transplantation. Transplantation 2018;102(3):359‒67. . 10.1097/tp.0000000000002022
[10]

Chandler H, Lanske B, Varela A, Guillot M, Boyer M, Brown J, et al. Abaloparatide, a novel osteoanabolic PTHRP analog, increases cortical and trabecular bone mass and architecture in orchiectomized rats by increasing bone formation without increasing bone resorption. Bone 2019;120:120148‒55. . 10.1016/j.bone.2018.10.012
[11]

Luo Y, Wei X, Huang P. 3D bioprinting of hydrogel-based biomimetic microenvironments. J Biomed Mater Res B Appl Biomater 2019;107(5):1695‒705. . 10.1002/jbm.b.34262
[12]

Vijayavenkataraman S, Yan WC, Lu WF, Wang CH, Fuh JYH. 3D bioprinting of tissues and organs for regenerative medicine. Adv Drug Deliv Rev 2018;132:132296‒332. . 10.1016/j.addr.2018.07.004
[13]

Arslan-Yildiz A, El Assal R, Chen P, Guven S, Inci F, Demirci U. Towards artificial tissue models: past, present, and future of 3D bioprinting. Biofabrication 2016;8(1):014103. . 10.1088/1758-5090/8/1/014103
[14]

Santoni S, Gugliandolo SG, Sponchioni M, Moscatelli D, Colosimo BM. 3D bioprinting: current status and trends—a guide to the literature and industrial practice. Biodes Manuf 2022;5(1):14‒42. . 10.1007/s42242-021-00165-0
[15]

Dey M, Ozbolat I. 3D bioprinting of cells, tissues and organs. Sci Rep 2020;10(1):14023. . 10.1038/s41598-020-70086-y
[16]

Li X, Liu B, Pei B, Chen J, Zhou D, Peng J, et al. Inkjet bioprinting of biomaterials. Chem Rev 2020;120(19):10793‒833. . 10.1021/acs.chemrev.0c00008
[17]

Schwab A, Levato R, D’Este M, Piluso S, Eglin D, Malda J. Printability and shape fidelity of bioinks in 3D bioprinting. Chem Rev 2020;120(19):11028‒55. . 10.1021/acs.chemrev.0c00084
[18]

Mota C, Camarero-Espinosa S, Baker MB, Wieringa P, Moroni L. Bioprinting: from tissue and organ development to in vitro models. Chem Rev 2020;120(19):10547‒607. . 10.1021/acs.chemrev.9b00789
[19]

Quan H, Zhang T, Xu H, Luo S, Nie J, Zhu X. Photocuring 3D printing technique and its challenges. Bioact Mater 2020;5(1):110‒5. . 10.1016/j.bioactmat.2019.12.003
[20]

Chartrain NA, Williams CB, Whittington AR. A review on fabricating tissue scaffolds using vat photopolymerization. Acta Biomater 2018;74:7490‒17111. . 10.1016/j.actbio.2018.05.010
[21]

Rayleigh L. On the instability of jets. Proc Lond Math Soc 1878;1(1):4‒13. . 10.1112/plms/s1-10.1.4
[22]

Derby B. Inkjet printing of functional and structural materials: fluid property requirements, feature stability, and resolution. Annu Rev Mater Res 2010;40(1):40395‒414. . 10.1146/annurev-matsci-070909-104502
[23]

Xu T, Jin J, Gregory C, Hickman JJ, Boland T. Inkjet printing of viable mammalian cells. Biomaterials 2005;26(1):93‒9. . 10.1016/j.biomaterials.2004.04.011
[24]

Xu T, Zhao W, Zhu JM, Albanna MZ, Yoo JJ, Atala A. Complex heterogeneous tissue constructs containing multiple cell types prepared by inkjet printing technology. Biomaterials 2013;34(1):130‒9. . 10.1016/j.biomaterials.2012.09.035
[25]

Xu T, Baicu C, Aho M, Zile M, Boland T. Fabrication and characterization of bio-engineered cardiac pseudo tissues. Biofabrication 2009;1(3):035001. . 10.1088/1758-5082/1/3/035001
[26]

Saijo H, Igawa K, Kanno Y, Mori Y, Kondo K, Shimizu K, et al. Maxillofacial reconstruction using custom-made artificial bones fabricated by inkjet printing technology. J Artif Organs 2009;12(3):12200‒5. . 10.1007/s10047-009-0462-7
[27]

Xu T, Binder KW, Albanna MZ, Dice D, Zhao W, Yoo JJ, et al. Hybrid printing of mechanically and biologically improved constructs for cartilage tissue engineering applications. Biofabrication 2012;5(1):015001. . 10.1088/1758-5082/5/1/015001
[28]

Arai K, Yoshida T, Okabe M, Goto M, Mir TA, Soko C, et al. Fabrication of 3D-culture platform with sandwich architecture for preserving liver-specific functions of hepatocytes using 3D bioprinter. J Biomed Mater Res A 2017;105(6):1583‒92. . 10.1002/jbm.a.35905
[29]

Saunders RE, Derby B. Inkjet printing biomaterials for tissue engineering: bioprinting. Int Mater Rev 2014;59(8):430‒48. . 10.1179/1743280414y.0000000040
[30]

Malda J, Visser J, Melchels FP, Jüngst T, Hennink WE, Dhert WJ, et al. 25th anniversary article: engineering hydrogels for biofabrication. Adv Mater 2013;25(36):5011‒28. . 10.1002/adma.201302042
[31]

Pereira RF, Bártolo PJ. 3D bioprinting of photocrosslinkable hydrogel constructs. J Appl Polym Sci 2015;132(48):42458. . 10.1002/app.42458
[32]

Jang J, Park HJ, Kim SW, Kim H, Park JY, Na SJ, et al. 3D printed complex tissue construct using stem cell-laden decellularized extracellular matrix bioinks for cardiac repair. Biomaterials 2017;112:112264‒74. . 10.1016/j.biomaterials.2016.10.026
[33]

Gaetani R, Doevendans PA, Metz CH, Alblas J, Messina E, Giacomello A, et al. Cardiac tissue engineering using tissue printing technology and human cardiac progenitor cells. Biomaterials 2012;33(6):1782‒90. . 10.1016/j.biomaterials.2011.11.003
[34]

Duan B, Kapetanovic E, Hockaday LA, Butcher JT. Three-dimensional printed trileaflet valve conduits using biological hydrogels and human valve interstitial cells. Acta Biomater 2014;10(5):1836‒46. . 10.1016/j.actbio.2013.12.005
[35]

Homan KA, Kolesky DB, Skylar-Scott MA, Herrmann J, Obuobi H, Moisan A, et al. Bioprinting of 3D convoluted renal proximal tubules on perfusable chips. Sci Rep 2016;6(1):34845. . 10.1038/srep34845
[36]

Lin NY, Homan KA, Robinson SS, Kolesky DB, Duarte N, Moisan A, et al. Renal reabsorption in 3D vascularized proximal tubule models. Proc Natl Acad Sci 2019;116(12):5399‒404. . 10.1073/pnas.1815208116
[37]

Nguyen DG, Funk J, Robbins JB, Crogan-Grundy C, Presnell SC, Singer T, et al. Bioprinted 3D primary liver tissues allow assessment of organ-level response to clinical drug induced toxicity in vitro . PLoS One 2016;11(7):e0158674. . 10.1371/journal.pone.0158674
[38]

Duan B, Hockaday LA, Kang KH, Butcher JT. 3D bioprinting of heterogeneous aortic valve conduits with alginate/gelatin hydrogels. J Biomed Mater Res A 2013;101(5):1255‒64. . 10.1002/jbm.a.34420
[39]

Chang R, Nam J, Sun W. Effects of dispensing pressure and nozzle diameter on cell survival from solid freeform fabrication‒based direct cell writing. Tissue Eng Part A 2008;14(1):41‒8. . 10.1089/ten.a.2007.0004
[40]

Liang Q, Gao F, Zeng Z, Yang J, Wu M, Gao C, et al. Coaxial scale-up printing of diameter-tunable biohybrid hydrogel microtubes with high strength, perfusability, and endothelialization. Adv Funct Mater 2020;30(43):2001485. . 10.1002/adfm.202001485
[41]

Gao G, Kim H, Kim BS, Kong JS, Lee JY, Park BW, et al. Tissue-engineering of vascular grafts containing endothelium and smooth-muscle using triple-coaxial cell printing. Appl Phys Rev 2019;6(4):041402. . 10.1063/1.5099306
[42]

Mota C, Puppi D, Chiellini F, Chiellini E. Additive manufacturing techniques for the production of tissue engineering constructs. J Tissue Eng Regen Med 2015;9(3):174‒90. . 10.1002/term.1635
[43]

Ma X, Qu X, Zhu W, Li YS, Yuan S, Zhang H, et al. Deterministically patterned biomimetic human iPSC-derived hepatic model via rapid 3D bioprinting. Proc Natl Acad Sci 2016;113(8):2206‒11. . 10.1073/pnas.1524510113
[44]

Xing JF, Zheng ML, Duan XM. Two-photon polymerization microfabrication of hydrogels: an advanced 3D printing technology for tissue engineering and drug delivery. Chem Soc Rev 2015;44(15):5031‒9. . 10.1039/c5cs00278h
[45]

Sriphutkiat Y, Kasetsirikul S, Ketpun D, Zhou Y. Cell alignment and accumulation using acoustic nozzle for bioprinting. Sci Rep 2019;9(1):17774. . 10.1038/s41598-019-54330-8
[46]

Goranov V, Shelyakova T, De Santis R, Haranava Y, Makhaniok A, Gloria A, et al. 3D patterning of cells in magnetic scaffolds for tissue engineering. Sci Rep 2020;10(1):2289. . 10.1038/s41598-020-58738-5
[47]

Tseng H, Gage JA, Shen T, Haisler WL, Neeley SK, Shiao S, et al. A spheroid toxicity assay using magnetic 3D bioprinting and real-time mobile device-based imaging. Sci Rep 2015;5(1):13987. . 10.1038/srep13987
[48]

Mirdamadi E, Tashman JW, Shiwarski DJ, Palchesko RN, Feinberg AW. Fresh 3D bioprinting a full-size model of the human heart. ACS Biomater Sci Eng 2020;6(11):6453‒9. . 10.1021/acsbiomaterials.0c01133
[49]

Murphy SV, Atala A. 3D bioprinting of tissues and organs. Nat Biotechnol 2014;32(8):773‒85. . 10.1038/nbt.2958
[50]

Williams DF. On the mechanisms of biocompatibility. Biomaterials 2008;29(20):2941‒53. . 10.1016/j.biomaterials.2008.04.023
[51]

Nair K, Gandhi M, Khalil S, Yan KC, Marcolongo M, Barbee K, et al. Characterization of cell viability during bioprinting processes. Biotechnol J 2009;4(8):1168‒77. . 10.1002/biot.200900004
[52]

You S, Xiang Y, Hwang HH, Berry DB, Kiratitanaporn W, Guan J, et al. High cell density and high-resolution 3D bioprinting for fabricating vascularized tissues. Sci Adv 2023;9(8):eade7923. . 10.1126/sciadv.ade7923
[53]

Stevens MM, George JH. Exploring and engineering the cell surface interface. Science 2005;310(5751):1135‒8. . 10.1126/science.1106587
[54]

Discher DE, Janmey P, Wang Y. Tissue cells feel and respond to the stiffness of their substrate. Science 2005;310(5751):1139‒43. . 10.1126/science.1116995
[55]

Hersel U, Dahmen C, Kessler H. RGD modified polymers: biomaterials for stimulated cell adhesion and beyond. Biomaterials 2003;24(24):4385‒415. . 10.1016/s0142-9612(03)00343-0
[56]

Lv H, Deng G, Lai J, Yu Y, Chen F, Yao J. Advances in 3D bioprinting of biomimetic and engineered meniscal grafts. Macromol Biosci 2023;23(12):2300199. . 10.1002/mabi.202300199
[57]

Fonseca AC, Melchels FP, Ferreira MJ, Moxon SR, Potjewyd G, Dargaville TR, et al. Emulating human tissues and organs: a bioprinting perspective toward personalized medicine. Chem Rev 2020;120(19):11093‒139. . 10.1021/acs.chemrev.0c00342
[58]

Narayanan LK, Huebner P, Fisher MB, Spang JT, Starly B, Shirwaiker RA. 3Dbioprinting of polylactic acid (PLA) nanofiber-alginate hydrogel bioink containing human adipose-derived stem cells. ACS Biomater Sci Eng 2016;2(10):1732‒42. . 10.1021/acsbiomaterials.6b00196
[59]

Xu F, Moon S, Emre A, Turali E, Song Y, Hacking S, et al. A droplet-based building block approach for bladder smooth muscle cell (SMC) proliferation. Biofabrication 2010;2(1):014105. . 10.1088/1758-5082/2/1/014105
[60]

Gaetani R, Feyen DA, Verhage V, Slaats R, Messina E, Christman KL, et al. Epicardial application of cardiac progenitor cells in a 3D-printed gelatin/ hyaluronic acid patch preserves cardiac function after myocardial infarction. Biomaterials 2015;61:61339‒48. . 10.1016/j.biomaterials.2015.05.005
[61]

Mao Q, Wang Y, Li Y, Juengpanich S, Li W, Chen M, et al. Fabrication of liver microtissue with liver decellularized extracellular matrix (dECM) bioink by digital light processing (DLP) bioprinting. Mater Sci Eng C 2020;109:109110625. . 10.1016/j.msec.2020.110625
[62]

Lee H, Yang GH, Kim M, Lee J, Huh J, Kim G. Fabrication of micro/nanoporous collagen/dECM/silk—fibroin biocomposite scaffolds using a low temperature 3D printing process for bone tissue regeneration. Mater Sci Eng C 2018;84:84140‒7. . 10.1016/j.msec.2017.11.013
[63]

Lian L, Xie M, Luo Z, Zhang Z, Maharjan S, Mu X, et al. Rapid volumetric bioprinting of decellularized extracellular matrix bioinks. Adv Mater 2024; e2304846.
[64]

Badylak SF. The extracellular matrix as a biologic scaffold material. Biomaterials 2007;28(25):3587‒93. . 10.1016/j.biomaterials.2007.04.043
[65]

Yang X, Ma Y, Wang X, Yuan S, Huo F, Yi G, et al. A 3D-bioprinted functional module based on decellularized extracellular matrix bioink for periodontal regeneration. Adv Sci 2023;10(5):e2205041. . 10.1002/advs.202205041
[66]

Faulk DM, Johnson SA, Zhang L, Badylak SF. Role of the extracellular matrix in whole organ engineering. J Cell Physiol 2014;229(8):984‒9. . 10.1002/jcp.24532
[67]

Lou J, Mooney DJ. Chemical strategies to engineer hydrogels for cell culture. Nat Rev Chem 2022;6(10):726‒44. . 10.1038/s41570-022-00420-7
[68]

Mancha Sánchez E, Gómez-Blanco JC, López Nieto E, Casado JG, Macías-García A, Díaz Díez MA, et al. Hydrogels for bioprinting: a systematic review of hydrogels synthesis, bioprinting parameters, and bioprinted structures behavior. Front Bioeng Biotechnol 2020;8:8776. . 10.3389/fbioe.2020.00776
[69]

Jorgensen AM, Yoo JJ, Atala A. Solid organ bioprinting: strategies to achieve organ function. Chem Rev 2020;120(19):11093‒127. . 10.1021/acs.chemrev.0c00145
[70]

Zhu J. Bioactive modification of poly(ethylene glycol) hydrogels for tissue engineering. Biomaterials 2010;31(17):4639‒56. . 10.1016/j.biomaterials.2010.02.044
[71]

Villanueva I, Weigel CA, Bryant SJ. Cell-matrix interactions and dynamic mechanical loading influence chondrocyte gene expression and bioactivity in PEG-RGD hydrogels. Acta Biomater 2009;5(8):2832‒46. . 10.1016/j.actbio.2009.05.039
[72]

Skardal A, Zhang J, Prestwich GD. Bioprinting vessel-like constructs using hyaluronan hydrogels crosslinked with tetrahedral polyethylene glycol tetracrylates. Biomaterials 2010;31(24):6173‒81. . 10.1016/j.biomaterials.2010.04.045
[73]

Daly AC, Critchley SE, Rencsok EM, Kelly DJ. A comparison of different bioinks for 3D bioprinting of fibrocartilage and hyaline cartilage. Biofabrication 2016;8(4):045002. . 10.1088/1758-5090/8/4/045002
[74]

Gao G, Schilling AF, Yonezawa T, Wang J, Dai G, Cui X. Bioactive nanoparticles stimulate bone tissue formation in bioprinted three-dimensional scaffold and human mesenchymal stem cells. Biotechnol J 2014;9(10):1304‒11. . 10.1002/biot.201400305
[75]

Xu W, Wang X, Yan Y, Zhang R. A polyurethane-gelatin hybrid construct for manufacturing implantable bioartificial livers. J Bioact Compat Polym 2008;23(5):409‒22.
[76]

Hsieh FY, Lin HH, Hsu S. 3D bioprinting of neural stem cell-laden thermoresponsive biodegradable polyurethane hydrogel and potential in central nervous system repair. Biomaterials 2015;71:48‒57. . 10.1016/j.biomaterials.2015.08.028
[77]

Lee H, Cho DW. One-step fabrication of an organ-on-a-chip with spatial heterogeneity using a 3D bioprinting technology. Lab Chip 2016;16(14):2618‒25. . 10.1039/c6lc00450d
[78]

Kang HW, Lee SJ, Ko IK, Kengla C, Yoo JJ, Atala A. A 3D bioprinting system to produce human-scale tissue constructs with structural integrity. Nat Biotechnol 2016;34(3):312‒9. . 10.1038/nbt.3413
[79]

Lother A, Kohl P. The heterocellular heart: identities, interactions, and implications for cardiology. Basic Res Cardiol 2023;118(1):30. . 10.1007/s00395-023-01000-6
[80]

Simon-Chica A, Wülfers EM, Kohl P. Nonmyocytes as electrophysiological contributors to cardiac excitation and conduction. Am J Physiol Heart Circ Physiol 2023;325(3):H475‒91. . 10.1152/ajpheart.00184.2023
[81]

Alonzo M, El Khoury R, Nagiah N, Thakur V, Chattopadhyay M, Joddar B. 3D biofabrication of a cardiac tissue construct for sustained longevity and function. ACS Appl Mater Interfaces 2022;14(19):21800‒13. . 10.1021/acsami.1c23883
[82]

Bliley J, Tashman J, Stang M, Coffin B, Shiwarski D, Lee A, et al. Fresh 3D bioprinting a contractile heart tube using human stem cell-derived cardiomyocytes. Biofabrication 2022;14(2):024106. . 10.1088/1758-5090/ac58be
[83]

Daly AC, Davidson MD, Burdick JA. 3D bioprinting of high cell-density heterogeneous tissue models through spheroid fusion within self-healing hydrogels. Nat Commun 2021;12(1):753. . 10.1038/s41467-021-21029-2
[84]

Ong CS, Yesantharao P, Huang CY, Mattson G, Boktor J, Fukunishi T, et al. 3D bioprinting using stem cells. Pediatr Res 2018;83(1):223‒31. . 10.1038/pr.2017.252
[85]

Sharma A, Sances S, Workman MJ, Svendsen CN. Multi-lineage human iPSC-derived platforms for disease modeling and drug discovery. Cell Stem Cell 2020;26(3):309‒29. . 10.1016/j.stem.2020.02.011
[86]

Nicholson MW, Ting CY, Chan DZ, Cheng YC, Lee YC, Hsu CC, et al. Utility of iPSC-derived cells for disease modeling, drug development, and cell therapy. Cells 2022;11(11):1853. . 10.3390/cells11111853
[87]

Wolfe JT, He W, Kim MS, Liang HL, Shradhanjali A, Jurkiewicz H, et al. 3Dbioprinting of patient-derived cardiac tissue models for studying congenital heart disease. Front Cardiovasc Med 2023;10:101162731. . 10.3389/fcvm.2023.1162731
[88]

Hwang DG, Jo Y, Kim M, Yong U, Cho S, Choi Y, et al. A 3D bioprinted hybrid encapsulation system for delivery of human pluripotent stem cell-derived pancreatic islet-like aggregates. Biofabrication 2021;14(1):014101. . 10.1088/1758-5090/ac23ac
[89]

Romanazzo S, Nemec S, Roohani I. iPSC bioprinting: where are we at? Materials 2019;12(15):2453. . 10.3390/ma12152453
[90]

Cho S, Discher DE, Leong KW, Vunjak-Novakovic G, Wu JC. Challenges and opportunities for the next generation of cardiovascular tissue engineering. Nat Methods 2022;19(9):1064‒71. . 10.1038/s41592-022-01591-3
[91]

Bashor CJ, Hilton IB, Bandukwala H, Smith DM, Veiseh O. Engineering the next generation of cell-based therapeutics. Nat Rev Drug Discov 2022;21(9):655‒75. . 10.1038/s41573-022-00476-6
[92]

Kagoya Y, Guo T, Yeung B, Saso K, Anczurowski M, Wang CH, et al. Genetic ablation of HLA Class Ⅰ, Class Ⅱ, and the T-cell receptor enables allogeneic T cells to be used for adoptive T-cell therapy. Cancer Immunol Res 2020;8(7):926‒36. . 10.1158/2326-6066.cir-18-0508
[93]

Lee J, Sheen JH, Lim O, Lee Y, Ryu J, Shin D, et al. Abrogation of HLA surface expression using CRISPR/Cas9 genome editing: a step toward universal T cell therapy. Sci Rep 2020;10(1):17753. . 10.1038/s41598-020-74772-9
[94]

Deuse T, Hu X, Gravina A, Wang D, Tediashvili G, De C, et al. Hypoimmunogenic derivatives of induced pluripotent stem cells evade immune rejection in fully immunocompetent allogeneic recipients. Nat Biotechnol 2019;37(3):252‒8. . 10.1038/s41587-019-0016-3
[95]

Han X, Wang M, Duan S, Franco PJ, Kenty JHR, Hedrick P, et al. Generation of hypoimmunogenic human pluripotent stem cells. Proc Natl Acad Sci 2019;116(21):10441‒6. . 10.1073/pnas.1902566116
[96]

Deuse T, Tediashvili G, Hu X, Gravina A, Tamenang A, Wang D, et al. Hypoimmune induced pluripotent stem cell-derived cell therapeutics treat cardiovascular and pulmonary diseases in immunocompetent allogeneic mice. Proc Natl Acad Sci 2021;118(28):e2022091118. . 10.1073/pnas.2022091118
[97]

Yoshihara E, O’Connor C, Gasser E, Wei Z, Oh TG, Tseng TW, et al. Immune-evasive human islet-like organoids ameliorate diabetes. Nature 2020;586(7830):606‒11. . 10.1038/s41586-020-2631-z
[98]

Sykes M, Sachs DH. Progress in xenotransplantation: overcoming immune barriers. Nat Rev Nephrol 2022;18(12):745‒61. . 10.1038/s41581-022-00624-6
[99]

Galow AM, Goldammer T, Hoeflich A. Xenogeneic and stem cell-based therapy for cardiovascular diseases: genetic engineering of porcine cells and their applications in heart regeneration. Int J Mol Sci 2020;21(24):9686. . 10.3390/ijms21249686
[100]

Jiang LL, Li H, Liu L. Xenogeneic stem cell transplantation: research progress and clinical prospects. World J Clin Cases 2021;9(16):3826‒37. . 10.12998/wjcc.v9.i16.3826
[101]

Huang CP, Chen CC, Shyr CR. Xenogeneic cell therapy provides a novel potential therapeutic option for cancers by restoring tissue function, repairing cancer wound and reviving antitumor immune responses. Cancer Cell Int 2018;18(1):1‒7. . 10.1186/s12935-018-0501-7
[102]

Huang CP, Yang CY, Shyr CR. Utilizing xenogeneic cells as a therapeutic agent for treating diseases. Cell Transplant 2021;30:3009636897211011995. . 10.1177/09636897211011995
[103]

Xie M, Fussenegger M. Designing cell function: assembly of synthetic gene circuits for cell biology applications. Nat Rev Mol Cell Biol 2018;19(8):507‒25. . 10.1038/s41580-018-0024-z
[104]

Hellwarth PB, Chang Y, Das A, Liang PY, Lian X, Repina NA, et al. Optogenetic-mediated cardiovascular differentiation and patterning of human pluripotent stem cells. Adv Genet 2021;2(3):e202100011. . 10.1002/ggn2.202100011
[105]

Legnini I, Emmenegger L, Zappulo A, Rybak-Wolf A, Wurmus R, Martinez AO, et al. Spatiotemporal, optogenetic control of gene expression in organoids. Nat Methods 2023;20(10):1544‒52. . 10.1038/s41592-023-01986-w
[106]

Kalhori D, Zakeri N, Zafar-Jafarzadeh M, Moroni L, Solati-Hashjin M. Cardiovascular 3D bioprinting: a review on cardiac tissue development. Bioprinting 2022;28:e00221. . 10.1016/j.bprint.2022.e00221
[107]

Li M, Wu H, Yuan Y, Hu B, Gu N. Recent fabrications and applications of cardiac patch in myocardial infarction treatment. View 2022;3(2):20200153. . 10.1002/viw.20200153
[108]

Zhang YS, Arneri A, Bersini S, Shin SR, Zhu K, Goli-Malekabadi Z, et al. Bioprinting 3D microfibrous scaffolds for engineering endothelialized myocardium and heart-on-a-chip. Biomaterials 2016;110:11045‒59. . 10.1016/j.biomaterials.2016.09.003
[109]

Ahrens JH, Uzel SG, Skylar-Scott M, Mata MM, Lu A, Kroll KT, et al. Programming cellular alignment in engineered cardiac tissue via bioprinting anisotropic organ building blocks. Adv Mater 2022;34(26):2200217. . 10.1002/adma.202200217
[110]

Hinton TJ, Jallerat Q, Palchesko RN, Park JH, Grodzicki MS, Shue HJ, et al. Three-dimensional printing of complex biological structures by freeform reversible embedding of suspended hydrogels. Sci Adv 2015;1(9):e1500758. . 10.1126/sciadv.1500758
[111]

Oropeza BP, Adams JR, Furth ME, Chessa J, Boland T. Bioprinting of decellularized porcine cardiac tissue for large-scale aortic models. Front Bioeng Biotechnol 2022;10:10855186. . 10.3389/fbioe.2022.855186
[112]

Immohr MB, Teichert HL, dos Santos AF, Schmidt V, Sugimura Y, Bauer SJ, et al. Three-dimensional bioprinting of ovine aortic valve endothelial and interstitial cells for the development of multicellular tissue engineered tissue constructs. Bioengineering 2023;10(7):787. . 10.3390/bioengineering10070787
[113]

Liu J, He J, Liu J, Ma X, Chen Q, Lawrence N, et al. Rapid 3D bioprinting of in vitro cardiac tissue models using human embryonic stem cell-derived cardiomyocytes. Bioprinting 2019;13:e00040. . 10.1016/j.bprint.2019.e00040
[114]

Chikae S, Kubota A, Nakamura H, Oda A, Yamanaka A, Akagi T, et al. Bioprinting 3D human cardiac tissue chips using the pin type printer ‘microscopic painting device’ and analysis for cardiotoxicity. Biomed Mater 2021;16(2):025017. . 10.1088/1748-605x/abdbde
[115]

Gaebel R, Ma N, Liu J, Guan J, Koch L, Klopsch C, et al. Patterning human stem cells and endothelial cells with laser printing for cardiac regeneration. Biomaterials 2011;32(35):9218‒30. . 10.1016/j.biomaterials.2011.08.071
[116]

Noor N, Shapira A, Edri R, Gal I, Wertheim L, Dvir T. 3D printing of personalized thick and perfusable cardiac patches and hearts. Adv Sci 2019;6(11):1900344. . 10.1002/advs.201970066
[117]

Bejleri D, Robeson MJ, Brown ME, Hunter J, Maxwell JT, Streeter BW, et al. In vivo evaluation of bioprinted cardiac patches composed of cardiac-specific extracellular matrix and progenitor cells in a model of pediatric heart failure. Biomater Sci 2022;10(2):444‒56. . 10.1039/d1bm01539g
[118]

Zhou P, Pu WT. Recounting cardiac cellular composition. Am Heart Assoc 2016;118(3):368‒70. . 10.1161/circresaha.116.308139
[119]

Litviňuková M, Talavera-López C, Maatz H, Reichart D, Worth CL, Lindberg EL, et al. Cells of the adult human heart. Nature 2020;588(7838):466‒72. . 10.1038/s41586-020-2797-4
[120]

Yadid M, Oved H, Silberman E, Dvir T. Bioengineering approaches to treat the failing heart: from cell biology to 3D printing. Nat Rev Cardiol 2022;19(2):83‒99. . 10.1038/s41569-021-00603-7
[121]

Maiullari F, Costantini M, Milan M, Pace V, Chirivì M, Maiullari S, et al. A multi-cellular 3D bioprinting approach for vascularized heart tissue engineering based on HUVECs and iPSC-derived cardiomyocytes. Sci Rep 2018;8(1):13532. . 10.1038/s41598-018-31848-x
[122]

Karbassi E, Fenix A, Marchiano S, Muraoka N, Nakamura K, Yang X, et al. Cardiomyocyte maturation: advances in knowledge and implications for regenerative medicine. Nat Rev Cardiol 2020;17(6):341‒59. . 10.1038/s41569-019-0331-x
[123]

Kerscher P, Kaczmarek JA, Head SE, Ellis ME, Seeto WJ, Kim J, et al. Direct production of human cardiac tissues by pluripotent stem cell encapsulation in gelatin methacryloyl. ACS Biomater Sci Eng 2017;3(8):1499‒509. . 10.1021/acsbiomaterials.6b00226
[124]

Tijore A, Irvine SA, Sarig U, Mhaisalkar P, Baisane V, Venkatraman S. Contact guidance for cardiac tissue engineering using 3D bioprinted gelatin patterned hydrogel. Biofabrication 2018;10(2):025003. . 10.1088/1758-5090/aaa15d
[125]

Shin YJ, Shafranek RT, Tsui JH, Walcott J, Nelson A, Kim DH. 3D bioprinting of mechanically tuned bioinks derived from cardiac decellularized extracellular matrix. Acta Biomater 2021;119:75‒88. . 10.1016/j.actbio.2020.11.006
[126]

Ong CS, Fukunishi T, Zhang H, Huang CY, Nashed A, Blazeski A, et al. Biomaterial-free three-dimensional bioprinting of cardiac tissue using human induced pluripotent stem cell derived cardiomyocytes. Sci Rep 2017;7(1):4566. . 10.1038/s41598-017-05018-4
[127]

Yeung E, Fukunishi T, Bai Y, Bedja D, Pitaktong I, Mattson G, et al. Cardiac regeneration using human-induced pluripotent stem cell-derived biomaterial-free 3D-bioprinted cardiac patch in vivo . J Tissue Eng Regen Med 2019;13(11):2031‒9. . 10.1002/term.2954
[128]

Polonchuk L, Surija L, Lee MH, Sharma P, Ming CLC, Richter F, et al. Towards engineering heart tissues from bioprinted cardiac spheroids. Biofabrication 2021;13(4):045009. . 10.1088/1758-5090/ac14ca
[129]

Triposkiadis F, Giamouzis G, Boudoulas KD, Karagiannis G, Skoularigis J, Boudoulas H, et al. Left ventricular geometry as a major determinant of left ventricular ejection fraction: physiological considerations and clinical implications. Eur J Heart Fail 2018;20(3):436‒44. . 10.1002/ejhf.1055
[130]

Liu J, Miller K, Ma X, Dewan S, Lawrence N, Whang G, et al. Direct 3D bioprinting of cardiac microtissues mimicking native myocardium. Biomaterials 2020;256:256120204. . 10.1016/j.biomaterials.2020.120204
[131]

Tsukamoto Y, Akagi T, Akashi M. Vascularized cardiac tissue construction with orientation by layer-by-layer method and 3D printer. Sci Rep 2020;10(1):5484. . 10.1038/s41598-020-59371-y
[132]

Zhu W, Qu X, Zhu J, Ma X, Patel S, Liu J, et al. Direct 3D bioprinting of prevascularized tissue constructs with complex microarchitecture. Biomaterials 2017;124:124106‒15. . 10.1016/j.biomaterials.2017.01.042
[133]

Fang Y, Sun W, Zhang T, Xiong Z. Recent advances on bioengineering approaches for fabrication of functional engineered cardiac pumps: a review. Biomaterials 2022;280:280121298. . 10.1016/j.biomaterials.2021.121298
[134]

Cui X, Boland T. Human microvasculature fabrication using thermal inkjet printing technology. Biomaterials 2009;30(31):6221‒7. . 10.1016/j.biomaterials.2009.07.056
[135]

Ainsworth MJ, Chirico N, de Ruijter M, Hrynevich A, Dokter I, Sluijter JP, et al. Convergence of melt electrowriting and extrusion-based bioprinting for vascular patterning of a myocardial construct. Biofabrication 2023;15(3):035025. . 10.1088/1758-5090/ace07f
[136]

Lu B, Ye M, Xia J, Zhang Z, Xiong Z, Zhang T. Electrical stimulation promotes the vascularization and functionalization of an engineered biomimetic human cardiac tissue. Adv Healthc Mater 2023;12(19):2300607. . 10.1002/adhm.202370103
[137]

Pinnock CB, Meier EM, Joshi NN, Wu B, Lam MT. Customizable engineered blood vessels using 3D printed inserts. Methods 2016;99:9920‒7. . 10.1016/j.ymeth.2015.12.015
[138]

Liu Y, Zhang Y, Mei T, Cao H, Hu Y, Jia W, et al. hESCs-derived early vascular cell spheroids for cardiac tissue vascular engineering and myocardial infarction treatment. Adv Sci 2022;9(9):2104299. . 10.1002/advs.202104299
[139]

Yu Y, Zhang Y, Martin JA, Ozbolat IT. Evaluation of cell viability and functionality in vessel-like bioprintable cell-laden tubular channels. J Biomech Eng 2013;135(9):091011. . 10.1115/1.4024575
[140]

Elalouf A. Immune response against the biomaterials used in 3D bioprinting of organs. Transpl Immunol 2021;69:69101446. . 10.1016/j.trim.2021.101446
[141]

Hockaday L, Kang K, Colangelo N, Cheung P, Duan B, Malone E, et al. Rapid 3D printing of anatomically accurate and mechanically heterogeneous aortic valve hydrogel scaffolds. Biofabrication 2012;4(3):035005. . 10.1088/1758-5082/4/3/035005
[142]

Maxson EL, Young MD, Noble C, Go JL, Heidari B, Khorramirouz R, et al. In vivo remodeling of a 3D-bioprinted tissue engineered heart valve scaffold. Bioprinting 2019;16:e00059. . 10.1016/j.bprint.2019.e00059
[143]

Lee A, Hudson A, Shiwarski D, Tashman J, Hinton T, Yerneni S, et al. 3D bioprinting of collagen to rebuild components of the human heart. Science 2019;365(6452):482‒7. . 10.1126/science.aav9051
[144]

Crawford AR, Lin XZ, Crawford JM. The normal adult human liver biopsy: a quantitative reference standard. Hepatology 1998;28(2):323‒31. . 10.1002/hep.510280206
[145]

Trefts E, Gannon M, Wasserman DH. The liver. Curr Biol 2017;27(21): R1147‒51. . 10.1016/j.cub.2017.09.019
[146]

Ikegami T, Maehara Y. 3D printing of the liver in living donor liver transplantation. Nat Rev Gastroenterol Hepatol 2013;10(12):697‒8. . 10.1038/nrgastro.2013.195
[147]

Duval K, Grover H, Han LH, Mou Y, Pegoraro AF, Fredberg J, et al. Modeling physiological events in 2D vs 3D cell culture. Physiology 2017;32(4):266‒77. . 10.1152/physiol.00036.2016
[148]

Zeigerer A, Wuttke A, Marsico G, Seifert S, Kalaidzidis Y, Zerial M. Functional properties of hepatocytes in vitro are correlated with cell polarity maintenance. Exp Cell Res 2017;350(1):242‒52. . 10.1016/j.yexcr.2016.11.027
[149]

Mooney D, Hansen L, Vacanti J, Langer R, Farmer S, Ingber D. Switching from differentiation to growth in hepatocytes: control by extracellular matrix. J Cell Physiol 1992;151(3):497‒505. . 10.1002/jcp.1041510308
[150]

Berthiaume F, Moghe PV, Toner M, Yarmush ML. Effect of extracellular matrix topology on cell structure, function, and physiological responsiveness: hepatocytes cultured in a sandwich configuration. FASEB J 1996;10(13):1471‒84. . 10.1096/fasebj.10.13.8940293
[151]

Kang D, Hong G, An S, Jang I, Yun WS, Shim JH, et al. Bioprinting of multiscaled hepatic lobules within a highly vascularized construct. Small 2020;16(13):1905505. . 10.1002/smll.201905505
[152]

Wang X, Yan Y, Pan Y, Xiong Z, Liu H, Cheng J, et al. Generation of three-dimensional hepatocyte/gelatin structures with rapid prototyping system. Tissue Eng 2006;12(1):83‒90. . 10.1089/ten.2006.12.83
[153]

Grigoryan B, Paulsen S, Corbett D, Sazer D, Fortin C, Zaita A, et al. Functional intravascular topologies and multivascular networks within biocompatible hydrogels. Science 2019;464(80):458‒64.
[154]

Wang D, Guo Y, Zhu J, Liu F, Xue Y, Huang Y, et al. Hyaluronic acid methacrylate/pancreatic extracellular matrix as a potential 3D printing bioink for constructing islet organoids. Acta Biomater 2023;165:86‒101. . 10.1016/j.actbio.2022.06.036
[155]

Cole BK, Feaver RE, Wamhoff BR, Dash A. Non-alcoholic fatty liver disease (NAFLD) models in drug discovery. Expert Opin Drug Discov 2018;13(2):193‒205. . 10.1080/17460441.2018.1410135
[156]

Chang R, Emami K, Wu H, Sun W. Biofabrication of a three-dimensional liver micro-organ as an in vitro drug metabolism model. Biofabrication 2010;2(4):045004. . 10.1088/1758-5082/2/4/045004
[157]

Bhise NS, Manoharan V, Massa S, Tamayol A, Ghaderi M, Miscuglio M, et al. A liver-on-a-chip platform with bioprinted hepatic spheroids. Biofabrication 2016;8(1):014101. . 10.1088/1758-5090/8/1/014101
[158]

Norona LM, Nguyen DG, Gerber DA, Presnell SC, Mosedale M, Watkins PB. Bioprinted liver provides early insight into the role of Kupffer cells in TGF-β1 and methotrexate-induced fibrogenesis. PLoS One 2019;14(1):e0208958. . 10.1371/journal.pone.0208958
[159]

Sun L, Yang H, Wang Y, Zhang X, Jin B, Xie F, et al. Application of a 3D bioprinted hepatocellular carcinoma cell model in antitumor drug research. Front Oncol 2020;10:10878. . 10.3389/fonc.2020.00878
[160]

Hassan S, Gomez-Reyes E, Enciso-Martinez E, Shi K, Campos JG, Soria OYP, et al. Tunable and compartmentalized multimaterial bioprinting for complex living tissue constructs. ACS Appl Mater Interfaces 2022;14(46):51602‒18. . 10.1021/acsami.2c12585
[161]

Maji S, Lee M, Lee J, Lee J, Lee H. Development of lumen-based perfusable 3D liver in vitro model using single-step bioprinting with composite bioinks. Mater Today Bio 2023;21:21100723. . 10.1016/j.mtbio.2023.100723
[162]

Jia W, Gungor-Ozkerim PS, Zhang YS, Yue K, Zhu K, Liu W, et al. Direct 3D bioprinting of perfusable vascular constructs using a blend bioink. Biomaterials 2016;106:10658‒68. . 10.1016/j.biomaterials.2016.07.038
[163]

Hakim A, Usmani O. Structure of the lower respiratory tract. Reference module in biomedical sciences. Oxon: Elsevier; 2014. . 10.1016/b978-0-12-801238-3.00215-4
[164]

Horsfield K, Gordon W, Kemp W, Phillips S. Growth of the bronchial tree in man. Thorax 1987;42(5):383‒8. . 10.1136/thx.42.5.383
[165]

Berend N, Rynell A, Ward H. Structure of a human pulmonary acinus. Thorax 1991;46(2):117‒21. . 10.1136/thx.46.2.117
[166]

Ward H, Nicholas T. Alveolar Type I and Type II cells. Aust N Z J Med 1984;14(s5):731‒4. . 10.1111/j.1445-5994.1984.tb04343.x
[167]

Galliger Z, Vogt CD, Panoskaltsis-Mortari A. 3D bioprinting for lungs and hollow organs. Transl Res 2019;211:19‒34. . 10.1016/j.trsl.2019.05.001
[168]

Derman ID, Singh YP, Saini S, Nagamine M, Banerjee D, Ozbolat IT. Bioengineering and clinical translation of human lung and its components. Adv Biol 2023;7(4):2200267. . 10.1002/adbi.202200267
[169]

Kim IG, Park SA, Lee SH, Choi JS, Cho H, Lee SJ, et al. Transplantation of a 3D-printed tracheal graft combined with iPS cell-derived MSCs and chondrocytes. Sci Rep 2020;10(1):4326. . 10.1038/s41598-020-61405-4
[170]

Kang D, Park JA, Kim W, Kim S, Lee HR, Kim WJ, et al. All-inkjet-printed 3D alveolar barrier model with physiologically relevant microarchitecture. Adv Sci 2021;8(10):2004990. . 10.1002/advs.202004990
[171]

Kang D, Lee Y, Kim W, Lee HR, Jung S. 3D pulmonary fibrosis model for antifibrotic drug discovery by inkjet-bioprinting. Biomed Mater 2022;18(1):015024. . 10.1088/1748-605x/aca8e3
[172]

da Rosa NN, Appel JM, Irioda AC, Mogharbel BF, de Oliveira NB, Perussolo MC, et al. Three-dimensional bioprinting of an in vitro lung model. Int J Mol Sci 2023;24(6):5852. . 10.3390/ijms24065852
[173]

Ng WL, Ayi TC, Liu YC, Sing SL, Yeong WY, Tan BH. Fabrication and characterization of 3D bioprinted triple-layered human alveolar lung models. Int J Bioprinting 2021;7(2):332.
[174]

Horváth L, Umehara Y, Jud C, Blank F, Petri-Fink A, Rothen-Rutishauser B. Engineering an in vitro air-blood barrier by 3D bioprinting. Sci Rep 2015;5(1):7974. . 10.1038/srep07974
[175]

Leung PS. The renin-angiotensin system: current research progress in the pancreas. Berlin: Springer; 2010. . 10.1007/978-90-481-9060-7
[176]

Lee SJ, Lee JB, Park YW, Lee DY. 3D bioprinting for artificial pancreas organ. In: Biomimetic medical materials: from nanotechnology to 3D bioprinting. Berlin: Springer; 2018. p. 355‒74. . 10.1007/978-981-13-0445-3_21
[177]

Wang Z, Jiang Z, Lu R, Kou L, Zhao YZ, Yao Q. Formulation strategies to provide oxygen-release to contrast local hypoxia for transplanted islets. Eur J Pharm Biopharm 2023;187:130‒40. . 10.1016/j.ejpb.2023.04.015
[178]

Komatsu H, Kang D, Medrano L, Barriga A, Mendez D, Rawson J, et al. Isolated human islets require hyperoxia to maintain islet mass, metabolism, and function. Biochem Biophys Res Commun 2016;470(3):534‒8. . 10.1016/j.bbrc.2016.01.110
[179]

Farina M, Ballerini A, Fraga DW, Nicolov E, Hogan M, Demarchi D, et al. 3D printed vascularized device for subcutaneous transplantation of human islets. Biotechnol J 2017;12(9):1700169. . 10.1002/biot.201700169
[180]

Song J, Millman JR. Economic 3D-printing approach for transplantation of human stem cell-derived β-like cells. Biofabrication 2016;9(1):015002. . 10.1088/1758-5090/9/1/015002
[181]

Kim J, Kim M, Hwang DG, Shim IK, Kim SC, Jang J. Pancreatic tissue-derived extracellular matrix bioink for printing 3D cell-laden pancreatic tissue constructs. J Vis Exp 2019;154:e60434. . 10.3791/60434
[182]

Kim J, Shim IK, Hwang DG, Lee YN, Kim M, Kim H, et al. 3D cell printing of islet-laden pancreatic tissue-derived extracellular matrix bioink constructs for enhancing pancreatic functions. J Mater Chem B Mater Biol Med 2019;7(10):1773‒81. . 10.1039/c8tb02787k
[183]

Klak M, Wszoła M, Berman A, Filip A, Kosowska A, Olkowska-Truchanowicz J, et al. Bioprinted 3D bionic scaffolds with pancreatic islets as a new therapy for Type 1 diabetes—analysis of the results of preclinical studies on a mouse model. J Funct Biomater 2023;14(7):371. . 10.3390/jfb14070371
[184]

Klak M, Kowalska P, Dobrzań ski T, Tymicki G, Cywoniuk P, Gomółka M, et al. Bionic organs: shear forces reduce pancreatic islet and mammalian cell viability during the process of 3D bioprinting. Micromachines 2021;12(3):304. . 10.3390/mi12030304
[185]

Di Piazza E, Pandolfi E, Cacciotti I, Del Fattore A, Tozzi AE, Secinaro A, et al. Bioprinting technology in skin, heart, pancreas and cartilage tissues: progress and challenges in clinical practice. Int J Environ Res Public Health 2021;18(20):10806. . 10.3390/ijerph182010806
[186]

Hakobyan D, Medina C, Dusserre N, Stachowicz ML, Handschin C, Fricain JC, et al. Laser-assisted 3D bioprinting of exocrine pancreas spheroid models for cancer initiation study. Biofabrication 2020;12(3):035001. . 10.1088/1758-5090/ab7cb8
[187]

Huang B, Wei X, Chen K, Wang L, Xu M. Bioprinting of hydrogel beads to engineer pancreatic tumor-stroma microtissues for drug screening. Int J Bioprinting 2023;9(3):676. . 10.18063/ijb.v9i3.676
[188]

Lovett M, Lee K, Edwards A, Kaplan DL. Vascularization strategies for tissue engineering. Tissue Eng Part B Rev 2009;15(3):353‒70. . 10.1089/ten.teb.2009.0085
[189]

Kim JJ, Hou L, Huang NF. Vascularization of three-dimensional engineered tissues for regenerative medicine applications. Acta Biomater 2016;41:4117‒26. . 10.1016/j.actbio.2016.06.001
[190]

Pimentel R, Ko SK, Caviglia C, Wolff A, Emnéus J, Keller SS, et al. Three-dimensional fabrication of thick and densely populated soft constructs with complex and actively perfused channel network. Acta Biomater 2018;65:65174‒84. . 10.1016/j.actbio.2017.10.047
[191]

Sarker M, Naghieh S, Sharma N, Chen X. 3D biofabrication of vascular networks for tissue regeneration: a report on recent advances. J Pharm Anal 2018;8(5):277‒96. . 10.1016/j.jpha.2018.08.005
[192]

Zhang Y, Li D, Liu Y, Peng L, Lu D, Wang P, et al. 3D-bioprinted anisotropic bicellular living hydrogels boost osteochondral regeneration via reconstruction of cartilage-bone interface. Innovation 2024;5(1):100542. . 10.1016/j.xinn.2023.100542
[193]

Michalopoulos G K. Liver regeneration. In: The liver: biology and pathobiology. 6th ed. Hoboken, NJ: Wiley;2020. p.566‒84. . 10.1002/9781119436812.ch45
[194]

Gungor-Ozkerim PS, Inci I, Zhang YS, Khademhosseini A, Dokmeci MR. Bioinks for 3D bioprinting: an overview. Biomater Sci 2018;6(5):915‒46. . 10.1039/c7bm00765e
[195]

Kim BS, Das S, Jang J, Cho DW. Decellularized extracellular matrix-based bioinks for engineering tissue- and organ-specific microenvironments. Chem Rev 2020;120(19):10608‒61. . 10.1021/acs.chemrev.9b00808
[196]

Jiang H, Li X, Chen T, Liu Y, Wang Q, Wang Z, et al. Bioprinted vascular tissue: assessing functions from cellular, tissue to organ levels. Mater Today Bio 2023;23:23100846. . 10.1016/j.mtbio.2023.100846
[197]

Bliley JM, Shiwarski DJ, Feinberg AW. 3D-bioprinted human tissue and the path toward clinical translation. Sci Transl Med 2022;14(666):eabo7047. . 10.1126/scitranslmed.abo7047
[198]

Novosel EC, Kleinhans C, Kluger PJ. Vascularization is the key challenge in tissue engineering. Adv Drug Deliv Rev 2011;63(4‒5):300‒11.
[199]

Zhou X, Nowicki M, Sun H, Hann SY, Cui H, Esworthy T, et al. 3D bioprinting-tunable small-diameter blood vessels with biomimetic biphasic cell layers. ACS Appl Mater Interfaces 2020;12(41):45904‒15. . 10.1021/acsami.0c14871
[200]

Leberfinger AN, Dinda S, Wu Y, Koduru SV, Ozbolat V, Ravnic DJ, et al. Bioprinting functional tissues. Acta Biomater 2019;95:32‒49. . 10.1016/j.actbio.2019.01.009
[201]

Ravnic DJ, Leberfinger AN, Koduru SV, Hospodiuk M, Moncal KK, Datta P, et al. Transplantation of bioprinted tissues and organs: technical and clinical challenges and future perspectives. Ann Surg 2017;266(1):48‒58. . 10.1097/sla.0000000000002141
[202]

Liu W, Zhong Z, Hu N, Zhou Y, Maggio L, Miri AK, et al. Coaxial extrusion bioprinting of 3D microfibrous constructs with cell-favorable gelatin methacryloyl microenvironments. Biofabrication 2018;10(2):024102. . 10.1088/1758-5090/aa9d44
[203]

Li VCF, Kuang X, Hamel CM, Roach D, Deng Y, Qi H. Cellulose nanocrystals support material for 3D printing complexly shaped structures via multi- materials-multi-methods printing. Addit Manuf 2019;28:2814‒22. . 10.1016/j.addma.2019.04.013
[204]

Ji S, Almeida E, Guvendiren M. 3D bioprinting of complex channels within cell-laden hydrogels. Acta Biomater 2019;95:214‒24. . 10.1016/j.actbio.2019.02.038
[205]

Liu X, Carter SSD, Renes MJ, Kim J, Rojas-Canales DM, Penko D, et al. Development of a coaxial 3D printing platform for biofabrication of implantable islet-containing constructs. Adv Healthc Mater 2019;8(7):1801181. . 10.1002/adhm.201970029
[206]

Kim J, Kim G. Formation of various cell-aggregated structures in the core of hydrogel filament using a microfluidic device and its application as an in vitro neuromuscular junction model. Chem Eng J 2023;472:472144979. . 10.1016/j.cej.2023.144979
[207]

Ebrahimi M. Standardization and regulation of biomaterials. In: Handbook of biomaterials biocompatibility. Oxon: Elsevier; 2020. p. 251‒65. . 10.1016/b978-0-08-102967-1.00013-x
[208]

Monzón M, Ortega Z, Martínez A, Ortega F. Standardization in additive manufacturing: activities carried out by international organizations and projects. Int J Adv Manuf Technol 2015;76(5‒8):761111‒21.
[209]

Yu Y, Moncal KK, Li J, Peng W, Rivero I, Martin JA, et al. Three-dimensional bioprinting using self-assembling scalable scaffold-free “tissue strands” as a new bioink. Sci Rep 2016;6(1):28714. . 10.1038/srep28714
[210]

Akkouch A, Yu Y, Ozbolat IT. Microfabrication of scaffold-free tissue strands for three-dimensional tissue engineering. Biofabrication 2015;7(3):031002. . 10.1088/1758-5090/7/3/031002
[211]

Sabzevari A, Rayat Pisheh H, Ansari M, Salati A. Progress in bioprinting technology for tissue regeneration. J Artif Organs 2023;26(4):1‒20. . 10.1007/s10047-023-01394-z
[212]

Bentley TS, Phillips SJ, Hanson SG. US organ and tissue transplant cost estimates and discussion. Washington. DC: Milliman; 2020.
[213]

Smith M, Dominguez-Gil B, Greer D, Manara A, Souter M. Organ donation after circulatory death: current status and future potential. Intensive Care Med 2019;45(3):45310‒21. . 10.1007/s00134-019-05533-0
[214]

Duisit J, Amiel H, Wüthrich T, Taddeo A, Dedriche A, Destoop V, et al. Perfusion-decellularization of human ear grafts enables ECM-based scaffolds for auricular vascularized composite tissue engineering. Acta Biomater 2018;73:73339‒54. . 10.1016/j.actbio.2018.04.009
[215]

Bourgine PE, Gaudiello E, Pippenger B, Jaquiery C, Klein T, Pigeot S, et al. Engineered extracellular matrices as biomaterials of tunable composition and function. Adv Funct Mater 2017;27(7):1605486. . 10.1002/adfm.201605486
[216]

Liu M, Zeng X, Ma C, Yi H, Ali Z, Mou X, et al. Injectable hydrogels for cartilage and bone tissue engineering. Bone Res 2017;5(1):1‒20. . 10.1038/boneres.2017.14
[217]

Chen FM, Liu X. Advancing biomaterials of human origin for tissue engineering. Prog Polym Sci 2016;53:86‒168. . 10.1016/j.progpolymsci.2015.02.004
[218]

Hinderer S, Layland SL, Schenke-Layland K. ECM and ECM-like materials— biomaterials for applications in regenerative medicine and cancer therapy. Adv Drug Deliv Rev 2016;97:97260‒9. . 10.1016/j.addr.2015.11.019
[219]

Zhang X, Chen X, Hong H, Hu R, Liu J, Liu C. Decellularized extracellular matrix scaffolds: recent trends and emerging strategies in tissue engineering. Bioact Mater 2022;10:1015‒31. . 10.1016/j.bioactmat.2021.09.014
[220]

Lee MS, Lee DH, Jeon J, Tae G, Shin YM, Yang HS. Biofabrication and application of decellularized bone extracellular matrix for effective bone regeneration. J Ind Eng Chem 2020;83:83323‒32. . 10.1016/j.jiec.2019.12.005
[221]

Xie X, Wang W, Cheng J, Liang H, Lin Z, Zhang T, et al. Bilayer pifithrin-α loaded extracellular matrix/PLGA scaffolds for enhanced vascularized bone formation. Colloid Surface B 2020;190:190110903. . 10.1016/j.colsurfb.2020.110903
[222]

Paduano F, Marrelli M, Alom N, Amer M, White LJ, Shakesheff KM, et al. Decellularized bone extracellular matrix and human dental pulp stem cells as a construct for bone regeneration. J Biomater Sci Polym Ed 2017;28(8):730‒48. . 10.1080/09205063.2017.1301770
[223]

Huang NT, Chen W, Oh BR, Cornell TT, Shanley TP, Fu J, et al. An integrated microfluidic platform for in situ cellular cytokine secretion immunophenotyping. Lab Chip 2012;12(20):4093‒101. . 10.1039/c2lc40619e
[224]

Little PJ, Chait A, Bobik A. Cellular and cytokine-based inflammatory processes as novel therapeutic targets for the prevention and treatment of atherosclerosis. Pharmacol Ther 2011;131(3):255‒68. . 10.1016/j.pharmthera.2011.04.001
[225]

Kirillova A, Bushev S, Abubakirov A, Sukikh G. Bioethical and legal issues in 3D bioprinting. Int J 2020;6(3):272.
[226]

Vermeulen N, Haddow G, Seymour T, Faulkner-Jones A, Shu W. 3D bioprint me: a socioethical view of bioprinting human organs and tissues. J Med Ethics 2017;43(9):618‒24. . 10.1136/medethics-2015-103347
[227]

Liu W, Zhang YS, Heinrich MA, De Ferrari F, Jang HL, Bakht SM, et al. Rapid continuous multimaterial extrusion bioprinting. Adv Mater 2017;29(3):1604630. . 10.1002/adma.201770016
[228]

Kim BS, Lee JS, Gao G, Cho DW. Direct 3D cell-printing of human skin with functional transwell system. Biofabrication 2017;9(2):025034. . 10.1088/1758-5090/aa71c8
[229]

Bernal PN, Delrot P, Loterie D, Li Y, Malda J, Moser C, et al. Volumetric bioprinting of complex living-tissue constructs within seconds. Adv Mater 2019;31(42):1904209. . 10.1002/adma.201970302
[230]

Größbacher G, Bartolf-Kopp M, Gergely C, Bernal PN, Florczak S, de Ruijter M, et al. Volumetric printing across melt electrowritten scaffolds fabricates multimaterial living constructs with tunable architecture and mechanics. Adv Mater 2023;35(32):2300756. . 10.1002/adma.202370230
[231]

Mao H, Yang L, Zhu H, Wu L, Ji P, Yang J, et al. Recent advances and challenges in materials for 3D bioprinting. Prog Nat Sci Mater 2020;30(5):618‒34. . 10.1016/j.pnsc.2020.09.015
[232]

Katiyar NK, Goel G, Hawi S, Goel S. Nature-inspired materials: emerging trends and prospects. NPG Asia Mater 2021;13(1):56. . 10.1038/s41427-021-00322-y
[233]

Yeo M, Sarkar A, Singh YP, Derman ID, Datta P, Ozbolat IT. Synergistic coupling between 3D bioprinting and vascularization strategies. Biofabrication 2023;16(1):012003. . 10.1088/1758-5090/ad0b3f
[234]

Soman SS, Vijayavenkataraman S. Applications of 3D bioprinted-induced pluripotent stem cells in healthcare. Int J Bioprint 2020;6(4):280.
[235]

Dabbagh SR, Sarabi MR, Birtek MT, Mustafaoglu N, Zhang YS, Tasoglu S. 3D bioprinted organ-on-chips. Aggregate 2023;4(1):e197. . 10.1002/agt2.197
[236]

Gao B, Yang Q, Zhao X, Jin G, Ma Y, Xu F. 4D bioprinting for biomedical applications. Trends Biotechnol 2016;34(9):746‒56. . 10.1016/j.tibtech.2016.03.004
[237]

Kirillova A, Maxson R, Stoychev G, Gomillion CT, Ionov L. 4D biofabrication using shape-morphing hydrogels. Adv Mater 2017;29(46):1703443. . 10.1002/adma.201703443
[238]

Ravanbakhsh H, Karamzadeh V, Bao G, Mongeau L, Juncker D, Zhang YS. Emerging technologies in multi-material bioprinting. Adv Mater 2021;33(49):e2104730. . 10.1002/adma.202104730
[239]

Ribezzi D, Gueye M, Florczak S, Dusi F, de Vos D, Manente F, et al. Shaping synthetic multicellular and complex multimaterial tissues via embedded extrusion-volumetric printing of microgels. Adv Mater 2023;35(36): e2301673. . 10.1002/adma.202370256
[240]

Kim JH, Kim I, Seol YJ, Ko IK, Yoo JJ, Atala A, et al. Neural cell integration into 3D bioprinted skeletal muscle constructs accelerates restoration of muscle function. Nat Commun 2020;11(1):1025. . 10.1038/s41467-020-14930-9
[241]

Banerjee D, Singh YP, Datta P, Ozbolat V, O’Donnell A, Yeo M, et al. Strategies for 3D bioprinting of spheroids: a comprehensive review. Biomaterials 2022;291:291121881. . 10.1016/j.biomaterials.2022.121881
[242]

Tabatabaei Rezaei N, Kumar H, Liu H, Lee SS, Park SS, Kim K. Recent advances in organ-on-chips integrated with bioprinting technologies for drug screening. Adv Healthc Mater 2023;12(20):e2203172. . 10.1002/adhm.202203172
[243]

Chen H, Ma X, Gao T, Zhao W, Xu T, Liu Z. Robot-assisted in situ bioprinting of gelatin methacrylate hydrogels with stem cells induces hair follicle-inclusive skin regeneration. Biomed Pharmacother 2023;158:158114140. . 10.1016/j.biopha.2022.114140
[244]

Moncal KK, Gudapati H, Godzik KP, Heo DN, Kang Y, Rizk E, et al. Intra-operative bioprinting of hard, soft, and hard/soft composite tissues for craniomaxillofacial reconstruction. Adv Funct Mater 2021;31(29):2010858. . 10.1002/adfm.202170212
[245]

Li L, Shi J, Ma K, Jin J, Wang P, Liang H, et al. Robotic in situ 3D bioprinting technology for repairing large segmental bone defects. J Adv Res 2021;30:3075‒84. . 10.1016/j.jare.2020.11.011
[246]

Chen Y, Zhang J, Liu X, Wang S, Tao J, Huang Y, et al. Noninvasive in vivo 3D bioprinting. Sci Adv 2020;6(23):eaba7406. . 10.1126/sciadv.aba7406
[247]

Ma K, Zhao T, Yang L, Wang P, Jin J, Teng H, et al. Application of robotic-assisted in situ 3D printing in cartilage regeneration with HAMA hydrogel: an in vivo study. J Adv Res 2020;23:23123‒32. . 10.1016/j.jare.2020.01.010
[248]

Kim W, Jang CH, Kim G. Bioprinted HASC-laden structures with cell-differentiation niches for muscle regeneration. Chem Eng J 2021;419:419129570. . 10.1016/j.cej.2021.129570
[249]

Zhao W, Xu T. Preliminary engineering for in situ in vivo bioprinting: a novel micro bioprinting platform for in situ in vivo bioprinting at a gastric wound site. Biofabrication 2020;12(4):045020. . 10.1088/1758-5090/aba4ff
[250]

Thai MT, Phan PT, Tran HA, Nguyen CC, Hoang TT, Davies J, et al. Advanced soft robotic system for in situ 3D bioprinting and endoscopic surgery. Adv Sci 2023;10(12):2205656. . 10.1002/advs.202205656
[251]

Willey JM, Sherwood L, Woolverton CJ. Prescott’s microbiology. 7th ed. New York City : McGraw-Hill; 2011.
[252]

Goodhew PJ, Humphreys J. Electron microscopy and analysis. 3rd ed. London: CRC Press; 2000. . 10.1201/9781482289343
[253]

Dawes CJ. Biological techniques for transmission and scanning electron microscopy. 2nd ed. Burlington: Ladd Research Industries; 1980.
[254]

Caswell TA, Ercius P, Tate MW, Ercan A, Gruner SM, Muller DA. A high-speed area detector for novel imaging techniques in a scanning transmission electron microscope. Ultramicroscopy 2009;109(4):304‒11. . 10.1016/j.ultramic.2008.11.023
[255]

Yang H, Wei L, Liu C, Zhong W, Li B, Chen Y, et al. Engineering human ventricular heart tissue based on macroporous iron oxide scaffolds. Acta Biomater 2019;88:88540‒53. . 10.1016/j.actbio.2019.02.024
[256]

Sobreiro-Almeida R, Gómez-Florit M, Quinteira R, Reis RL, Gomes ME, Neves NM. Decellularized kidney extracellular matrix bioinks recapitulate renal 3D microenvironment in vitro . Biofabrication 2021;13(4):045006. . 10.1088/1758-5090/ac0fca
[257]

Falcones B, Sanz-Fraile H, Marhuenda E, Mendizábal I, Cabrera-Aguilera I, Malandain N, et al. Bioprintable lung extracellular matrix hydrogel scaffolds for 3D culture of mesenchymal stromal cells. Polymers 2021;13(14):2350. . 10.3390/polym13142350
[258]

Salg GA, Poisel E, Neulinger-Munoz M, Gerhardus J, Cebulla D, Bludszuweit-Philipp C, et al. Toward 3D-bioprinting of an endocrine pancreas: a buildingblock concept for bioartificial insulin-secreting tissue. J Tissue Eng 2022;13:20417314221091033. . 10.1177/20417314221091033
[259]

Gusnard D, Kirschner RH. Cell and organelle shrinkage during preparation for scanning electron microscopy: effects of fixation, dehydration and critical point drying. J Microsc 1977;110(1):51‒7. . 10.1111/j.1365-2818.1977.tb00012.x
[260]

Xiang D, Fu F, Zhang J, Huang X, Wang L, Wang X, et al. Accelerator-based single-shot ultrafast transmission electron microscope with picosecond temporal resolution and nanometer spatial resolution. Nucl Instrum Methods Phys Res A 2014;759:75974‒82. . 10.1016/j.nima.2014.05.068
[261]

Smith DJ. Characterization of nanomaterials using transmission electron microscopy. Nanocharacterisation. London: Royal Society of Chemistry (RSC); 2015. . 10.1039/9781782621867-00001
[262]

Im K, Mareninov S, Diaz MFP, Yong WH. An introduction to performing immunofluorescence staining. In: Biobanking. New York City: Humana Press; 2019. p. 299‒311. . 10.1007/978-1-4939-8935-5_26
[263]

Kular JK, Basu S, Sharma RI. The extracellular matrix: structure, composition, age-related differences, tools for analysis and applications for tissue engineering. J Tissue Eng 2014;5:2041731414557112. . 10.1177/2041731414557112
[264]

Mankovich NJ, Samson D, Pratt W, Lew D, Beumer J. Surgical planning using three-dimensional imaging and computer modeling. Otolaryngol Clin North Am 1994;27(5):875‒89. . 10.1016/s0030-6665(20)30614-9
[265]

Mankovich NJ, Robertson DR, Cheeseman AM. Three-dimensional image display in medicine. J Digit Imaging 1990;3(2):69‒80. . 10.1007/bf03170565
[266]

Sun W, Lal P. Recent development on computer aided tissue engineering—a review. Comput Methods Programs Biomed 2002;67(2):85‒103. . 10.1016/s0169-2607(01)00116-x
[267]

Mastrogiacomo S, Dou W, Jansen JA, Walboomers XF. Magnetic resonance imaging of hard tissues and hard tissue engineered biosubstitutes. Mol Imaging Biol 2019;21(6):211003‒19. . 10.1007/s11307-019-01345-2
[268]

Meiry G, Reisner Y, Feld Y, Goldberg S, Rosen M, Ziv N, et al. Evolution of action potential propagation and repolarization in cultured neonatal rat ventricular myocytes. J Cardiovasc Electrophysiol 2001;12(11):1269‒77. . 10.1046/j.1540-8167.2001.01269.x
[269]

Mannhardt I, Breckwoldt K, Letuffe-Brenière D, Schaaf S, Schulz H, Neuber C, et al. Human engineered heart tissue: analysis of contractile force. Stem Cell Reports 2016;7(1):29‒42. . 10.1016/j.stemcr.2016.04.011
[270]

Roche CD, Brereton RJ, Ashton AW, Jackson C, Gentile C. Current challenges in three-dimensional bioprinting heart tissues for cardiac surgery. Eur J Cardiothorac Surg 2020;58(3):500‒10. . 10.1093/ejcts/ezaa093
[271]

Hiller T, Berg J, Elomaa L, Röhrs V, Ullah I, Schaar K, et al. Generation of a 3D liver model comprising human extracellular matrix in an alginate/gelatin-based bioink by extrusion bioprinting for infection and transduction studies. Int J Mol Sci 2018;19(10):3129. . 10.3390/ijms19103129
[272]

Lawlor KT, Vanslambrouck JM, Higgins JW, Chambon A, Bishard K, Arndt D, et al. Cellular extrusion bioprinting improves kidney organoid reproducibility and conformation. Nat Mater 2021;20(2):260‒71. . 10.1038/s41563-020-00853-9
[273]

Grigoryan B, Paulsen SJ, Corbett DC, Sazer DW, Fortin CL, Zaita AJ, et al. Multivascular networks and functional intravascular topologies within biocompatible hydrogels. Science 2019;364(6439):458‒64. . 10.1126/science.aav9750
[274]

Ionescu-Tirgoviste C, Gagniuc PA, Gubceac E, Mardare L, Popescu I, Dima S, et al. A 3D map of the islet routes throughout the healthy human pancreas. Sci Rep 2015;5(1):14634. . 10.1038/srep14634
[275]

Weaver JD, Headen DM, Coronel MM, Hunckler MD, Shirwan H, García A. Synthetic poly(ethylene glycol)-based microfluidic islet encapsulation reduces graft volume for delivery to highly vascularized and retrievable transplant site. Am J Transplant 2019;19(5):1315‒27. . 10.1111/ajt.15168
[276]

MacQueen LA, Sheehy SP, Chantre CO, Zimmerman JF, Pasqualini FS, Liu X, et al. A tissue-engineered scale model of the heart ventricle. Nat Biomed Eng 2018;2(12):930‒41. . 10.1038/s41551-018-0271-5
[277]

Tu C, Chao BS, Wu JC. Strategies for improving the maturity of human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes. Am Heart Assoc 2018;123(5):512‒4. . 10.1161/circresaha.118.313472
[278]

Valls-Margarit M, Iglesias-García O, Di Guglielmo C, Sarlabous L, Tadevosyan K, Paoli R, et al. Engineered macroscale cardiac constructs elicit human myocardial tissue-like functionality. Stem Cell Reports 2019;13(1):207‒20. . 10.1016/j.stemcr.2019.05.024
[279]

McCarty WJ, Usta OB, Yarmush ML. A microfabricated platform for generating physiologically-relevant hepatocyte zonation. Sci Rep 2016;6(1):26868. . 10.1038/srep26868
[280]

Allen JW, Bhatia SN. Formation of steady-state oxygen gradients in vitro: application to liver zonation. Biotechnol Bioeng 2003;82(3):253‒62. . 10.1002/bit.10569
[281]

Kang YB, Sodunke TR, Lamontagne J, Cirillo J, Rajiv C, Bouchard MJ, et al. Liver sinusoid on a chip: long-term layered co-culture of primary rat hepatocytes and endothelial cells in microfluidic platforms. Biotechnol Bioeng 2015;112(12):2571‒82. . 10.1002/bit.25659
[282]

Kryou C, Leva V, Chatzipetrou M, Zergioti I. Bioprinting for liver transplantation. Bioengineering 2019;6(4):95. . 10.3390/bioengineering6040095
[283]

Yang Y, Yu Z, Lu X, Dai J, Zhou C, Yan J, et al. Minimally invasive bioprinting for in situ liver regeneration. Bioact Mater 2023;26:26465‒77. . 10.1016/j.bioactmat.2023.03.011
[284]

Li C, Jiang Z, Yang H. Advances in 3D bioprinting technology for liver regeneration. Hepatobiliary Surg Nutr 2022;11(6):917‒9. . 10.21037/hbsn-22-531
[285]

Homan KA, Gupta N, Kroll KT, Kolesky DB, Skylar-Scott M, Miyoshi T, et al. Flow-enhanced vascularization and maturation of kidney organoids in vitro . Nat Methods 2019;16(3):255‒62. . 10.1038/s41592-019-0325-y
[286]

Musah S, Mammoto A, Ferrante TC, Jeanty SS, Hirano-Kobayashi M, Mammoto T, et al. Mature induced-pluripotent-stem-cell-derived human podocytes reconstitute kidney glomerular-capillary-wall function on a chip. Nat Biomed Eng 2017;1:0069. . 10.1038/s41551-017-0069
[287]

Petrosyan A, Cravedi P, Villani V, Angeletti A, Manrique J, Renieri A, et al. A glomerulus-on-a-chip to recapitulate the human glomerular filtration barrier. Nat Commun 2019;10(1):3656. . 10.1038/s41467-019-11577-z
[288]

Fransen MF, Addario G, Bouten CV, Halary F, Moroni L, Mota C. Bioprinting of kidney in vitro models: cells, biomaterials, and manufacturing techniques. Essays Biochem 2021;65(3):587‒602. . 10.1042/ebc20200158
[289]

Akter F, Araf Y, Promon SK, Zhai J, Zheng C. 3D bioprinting for regenerating COVID-19-mediated irreversibly damaged lung tissue. Int J Bioprinting 2022;8(4):616. . 10.18063/ijb.v8i4.616
[290]

Barreiro Carpio M, Dabaghi M, Ungureanu J, Kolb MR, Hirota JA, Moran-Mirabal JM. 3D bioprinting strategies, challenges, and opportunities to model the lung tissue microenvironment and its function. Front Bioeng Biotechnol 2021;9:9773511. . 10.3389/fbioe.2021.773511
[291]

Wszoła M, Nitarska D, Cywoniuk P, Gomółka M, Klak M. Stem cells as a source of pancreatic cells for production of 3D bioprinted bionic pancreas in the treatment of type 1 diabetes. Cells 2021;10(6):1544. . 10.3390/cells10061544
[292]

Ribeiro D, Kvist AJ, Wittung-Stafshede P, Hicks R, Forslöw A. 3D-models of insulin-producing β-cells: from primary islet cells to stem cell-derived islets. Stem Cell Rev Rep 2018;14(2):177‒88. . 10.1007/s12015-017-9783-8
[293]

Lu L, Arbit HM, Herrick JL, Segovis SG, Maran A, Yaszemski MJ. Tissue engineered constructs: perspectives on clinical translation. Ann Biomed Eng 2015;43(3):43796‒804. . 10.1007/s10439-015-1280-0
[294]

Murphy SV, De Coppi P, Atala A. Opportunities and challenges of translational 3D bioprinting. Nat Biomed Eng 2020;4(4):370‒80. . 10.1038/s41551-019-0471-7
[295]

Belsky K, Smiell J. Navigating the regulatory pathways and requirements for tissue-engineered products in the treatment of burns in the United States. J Burn Care Res 2021;42(4):774‒84. . 10.1093/jbcr/iraa210
[296]

Dodson BP, Levine AD. Challenges in the translation and commercialization of cell therapies. BMC Biotechnol 2015;15(1):1‒15. . 10.1186/s12896-015-0190-4
[297]

Sekar MP, Budharaju H, Zennifer A, Sethuraman S, Vermeulen N, Sundaramurthi D, et al. Current standards and ethical landscape of engineered tissues—3D bioprinting perspective. J Tissue Eng 2021;12:1220417314211027677. . 10.1177/20417314211027677
[298]

Ricles LM, Coburn JC, Di Prima M, Oh SS. Regulating 3D-printed medical products. Sci Transl Med 2018;10(461):eaan6521. . 10.1126/scitranslmed.aan6521
[299]

Bliley JM, Vermeer MC, Duffy RM, Batalov I, Kramer D, Tashman JW, et al. Dynamic loading of human engineered heart tissue enhances contractile function and drives a desmosome-linked disease phenotype. Sci Transl Med 2021;13(603):eabd1817. . 10.1126/scitranslmed.abd1817
[300]

Vaidya M. Startups tout commercially 3D-printed tissue for drug screening. Nat Med 2015;21(1):2. . 10.1038/nm0115-2
[301]

Choudhury D, Anand S, Naing MW. The arrival of commercial bioprinters-towards 3D bioprinting revolution! Int J Bioprinting 2018;4(2):139.
[302]

Jovic TH, Combellack EJ, Jessop ZM, Whitaker IS. 3D bioprinting and the future of surgery. Front Surg 2020;7:7609836. . 10.3389/fsurg.2020.609836
[303]

3D bioprinted models for predicting chemotherapy response in colorectal cancer with/without liver metastases [Internet]. Maryland, MD: National Institutes of Health (NIH); 2021 Feb 16 [cited 2024 Apr 28]. Available from:

[304]

Rabin RC. Doctors transplant ear of human cells, made by 3-D printer. New York City: The New York Times; 2022 Jun 02 [cited 2024 Apr 28]. Available from:

[305]

Everett H. United therapeutics and 3D systems shoot for 3D printed lung scaffold trials within five years [Internet]. New York City: 3D Printing Industry; 2022 Jun 7 [cited 2024 Apr 28]. Available from:

[306]

Wallace GG, Cornock R, O’Connell CD, Bernie S, Dodds S, Gilbert F. 3D bioprinting: printing parts for bodies. Hobart: University of Tasmania; 2014.
[307]

Lam EHY, Yu F, Zhu S, Wang Z. 3D bioprinting for next-generation personalized medicine. Int J Mol Sci 2023;24(7):6357. . 10.3390/ijms24076357
AI Summary AI Mindmap
PDF (4243KB)

22063

访问

0

被引

详细
导航
相关文章

AI思维导图

/

〈 〉